Die Acanthonevrini und Gastrozonina umfassen über 100 Arten und sind die einzigen Bohrfliegen, die an monokotyledonen Pflanzen leben. Die meisten dieser als ursprünglich geltenden Bohrfliegen kommen in der orientalischen Region vor. Ihre Larven minieren hauptsächlich an Bambus, vor allem in lebenden oder abgestorbenen jungen Sprösslingen. Eigene Untersuchungen an 'Bambus-Tephritiden' haben gezeigt, dass diese Tiere sehr vielfältige und ungewöhnliche Lebensweisen haben. Larven mancher dieser eigentlich terrestrischen Tiere sind aquatisch, andere Arten haben komplexe Balzverhaltensweisen entwickelt, bei denen die Männchen schaumartige Substanzen als 'Brautgeschenke' übergeben. Die Larven einiger Arten nutzen Bohrlöcher von Käfern, um in den Bambushalm zu gelangen. Das Forschungsvorhaben soll in zwei klimatischen unterschiedlichen Gebieten stattfinden: in West-Malaysia und Nord-Thailand. Die Freilandarbeiten in beiden Gebieten sollen hauptsächlich in den Monaten Juli bis Dezember erfolgen, d.h. in der Jahreszeit, in der junge Bambussprösslinge nachwachsen. Die Hauptziele des geplanten Projektes sind, neben bisher üblichen morphologischen Untersuchungen auch die Biologie der Bambustephritiden detailliert zu untersuchen, um dann mit unterschiedliche Datensätze (Morphologie der Adulten, Larven, Verhalten) ihre Phylogenese mit kladistischen Methoden zu rekonstruieren. Auf dieser Grundlage wollen wir testen, wie sich bestimmte Lebenszykluscharaktere oder Balzrituale entwickelt haben könnten. Von der Untersuchung erwarten wir, dass sie unser Verständnis über die Evolution der gesamten Familie Tephritidae er....
Der Buchsbaumzünsler tritt seit 2017 flächig im Stadtgebiet Berlin auf und Buchsbaumbestände zeigen je nach Befall entsprechende Fraßschäden durch die Raupen des Buchsbaumzünslers. Der Anfangsbefall (obere Abbildungen) wird sehr häufig übersehen und somit können sich die Raupen ungestört weiter entwickeln. Erst mit dem Fraß der älteren Raupen wird der Schaden sichtbar und für mögliche Bekämpfungsmaßnahmen ist es dann meist zu spät, zumal der Schaden dann schon gesetzt ist. Monitoring Flugverlauf Lebensweise Maßnahmen Erstmalig trat der Buchsbaumzünsler 2014 als Einzelfund im Stadtgebiet auf. Stärkerer Befall wurde 2016 aus angrenzenden Gemeinden (Kleinmachnow, Teltow, Potsdam-Babelsberg) im Südwesten Berlins gemeldet. Somit wurde für das folgende Jahr ein verstärktes Auftreten im Stadtgebiet erwartet. 2017 konnte auch ein flächendeckender Befall im gesamten Stadtgebiet festgestellt werden, zunächst noch mit moderaten Fraßschäden. Einige wertvolle Buchsbaumbestände wurden schon 2017 mit Pheromonfallen bestückt, um differenzierte Bekämpfungsstrategien abzuleiten. Zur Feststellung der Befallsstärke werden frühzeitig, vor Beginn des Falterfluges, Pheromonfallen ausgebracht und regelmäßig kontrolliert. In der Saison 2025 werden an zwei Standorten im Stadtgebiet Pheromonfallen betreut. Hierbei handelt es sich zum einen um eine große Buchsbaumpflanzung in dem Britzer Garten und zum anderen auf dem Gelände des Gutshofs Britz. Das Diagramm zeigt die Mittelwerte der Fangzahlen je Kalenderwoche des aktuellen Jahres an zwei Überwachungsstandorten in Berlin an. Der Vergleich der Jahre 2018 bis 2024 zeigte, dass der Beginn des Falterflugs erneut eine deutliche Verschiebung zum Frühsommer hatte. Die Temperaturen im April 2024 lagen insgesamt deutlich unter denen im Jahr 2018. Tag- und Nachttemperaturen und auch Sonnenscheindauer hatten großen Einfluss auf den Beginn und die Dauer des Falterflugs. Diese Verschiebung verdeutlichte sich beim Höhepunkt des Falterflugs im Jahr 2018 von Ende Mai/Anfang Juni auf Mitte/Ende Juli 2023. Eine weitere Auffälligkeit war das Fehlen einer ausgeprägten Flugspitze bei der Sommergeneration. Der vermeintliche Höhepunkt der Sommergeneration verschob sich von Anfang August (2018) auf Anfang September (2024). Die hohen Temperaturen Mitte August und Anfang September begünstigten einen langen Falterflug. So konnten 2024 noch bis Mitte Oktober entsprechende Falter gefangen werden. Leider gab es im Jahr 2024 Schwierigkeiten mit dem Standort „Schloss Britz“. Hier waren die Buchsbäume nach der ersten Generation komplett kahlgefressen, wodurch ein Flug der zweiten Generation ausblieb. An dem Standort „Kolonnadenhof“ gab es ungünstigerweise Probleme mit den Pheromonen, wodurch die erste Generation nicht ausreichend ermittelt werden konnte. Wie in den Vorjahren begann der Falterflug des Buchsbaumzünslers im Jahr 2024 sehr spät. Ab Anfang Juli baute sich circa 3 Wochen lang der Falterflug auf und sank dann abrupt gegen Ende Juli. Zwischen Ende Juli und Anfang August wurden keine Falter registriert. Trotzdem die Buchsbäume komplett kahlgefressen wurden, erfolgte gegen Anfang August der typische Pheromonwechsel in den Fallen. Trotz neuer Pheromone konnten keine weiteren Falter gefangen werden. Mittlerweile sind die heimischen Singvögelarten auf die Raupen des Buchsbaumzünslers konditioniert und haben vermutlich die letzten Raupen an den kahlen Buchsbäumen gefressen. Eine sich unbemerkt aufbauende Population des Buchsbaumzünslers kann zu sehr starken Fraßschäden am Buchsbaum führen. Der Bux treibt zwar wieder aus, wird aber häufig durch die darauffolgende Raupengeneration erneut stark geschädigt, so dass die Pflanzen anschließend entfernt werden müssen. Gelingt es durch frühzeitige Kontrollen den Anfangsbefall festzustellen, so ist es möglich den Bestand durch gezielte Maßnahmen zu erhalten. Dazu können neben den mechanischen Maßnahmen, wie einem frühen Schnitt und dem Absammeln von großen Raupen und Puppen, auch Pflanzenschutzanwendungen gehören. Überwachung des Flugverlaufes: Über den Beginn, das Ende des Flugverlaufes und die Anzahl der Falter kann die Stärke des Befalls und der optimale Zeitpunkt für chemische Bekämpfungsmaßnahmen ermittelt werden. Dazu wird eine Lockstofffalle mit einem entsprechenden Lockstoff (Pheromon) vor dem Flug der Falter (Anfang Juni) in einem Buchsbaumbestand aufgehängt. Die Auswechselung des Pheromons sollte je nach Temperatur nach ca. 6 bis 8 Wochen erfolgen. Optimale Vorgehensweise bei Befall: Dauerhafte Kontrolle der Bestände zur Erfassung der Befallsstärke auf erste Fraßsymptome bereits im zeitigen Frühjahr ggf. Absammeln der älteren Raupen / Puppen Frühzeitiger Schnitt zur Entfernung der überwinternden Jungraupen bis spätestens Ende Mai Schnittgut nicht im Bestand lassen Kontrolle des Bodens auf herabgefallene Raupen Überwachung des Buchsbaumbestandes mit Pheromonfallen ab Anfang Juni u.a. Behandlung der Jungraupen mit biologischen Präparaten: Bacillus thurigiensis spp. kurstaki Stamm ABTS 351 Bacillus thurigiensis spp. aizawai Stamm GC-91 (BT) ggf. weitere Pflanzenschutzmaßnahmen nach Beratung mit dem zuständigen Pflanzenschutzdienst Optimaler Anwendungszeitpunkt von Pflanzenschutzmitteln: Die Präparate wirken nur auf die Raupenstadien. Eine Bekämpfung ist dann am erfolgreichsten, wenn sich zum Zeitpunkt der Behandlung die Raupen noch in den ersten Raupenstadien befinden (Abb. Raupenstadien, mittlere Raupe). Dieses Stadium erreichen die Raupen in der Regel in der zweiten Aprilhälfte / Anfang Mai und je nach Witterung ab Anfang August. Zu diesen Zeitpunkten können BT-Präparate eingesetzt werden. Bei älteren Raupenstadien müssen für eine ausreichende Wirkung andere Wirkstoffe zum Einsatz kommen. Hier kann die Beratung der Pflanzenschutzdienste hilfreich sein. Kriterien zur geeigneten Auswahl der Pflanzenschutzmittel: Die Pflanzenschutzmittel wirken nur gegen die Raupen, deshalb sind Terminspritzungen notwendig. Es können nur Pflanzenschutzmittel gegen beißende Insekten, Schmetterlingsraupen oder freifressende Schmetterlingsraupen eingesetzt werden. Je nach Art der Fläche dürfen nur die Mittel eingesetzt werden, die für die jeweilige Fläche zugelassen bzw. genehmigt sind (öffentliche Flächen (§17) / Haus- u. Kleingarten). Die in der Gebrauchsanleitung angegebenen Auflagen und Anwendungsbestimmungen sind einzuhalten. Die Regelungen des Wasser-, Natur- und Landschaftsschutzes sind einzuhalten. Genehmigungen der verantwortlichen Behörden können notwendig sein. Aktuell (Stand März 2025) zugelassene Wirkstoffe sind: Bacillus thurigiensis spp. Azadirachtin Acetamiprid Lambda-Cyhalothrin (nur im Ausnahmefall, nach Beratung)
In Berlin liegen vielfältigste Lebensräume oft dicht beieinander. Das gilt auch für das Wuhletal mit Neuer und Alter Wuhle, dem Wuhleteich und den zahlreichen Kleingewässern, mit seinen verschiedenen Gehölzbeständen und Staudenfluren sowie seinen frischen, feuchten, nassen und sogar trockenen Wiesen. So wie sich in Berlin die verschiedensten Kulturen und Lebensarten wohlfühlen, bietet auch das Wuhletal mit seinen unterschiedlichen, eng verwobenen Lebensräumen den unterschiedlichsten Tier- und Pflanzenarten ein lebenswertes Zuhause, darunter auch einer Vielzahl verschiedener Falterarten. Bereits seit 2015 haben Expertinnen und Experten die Lebensräume für Falter im Wuhletal erfasst. Dabei wurden insgesamt 128 Arten an Tag- und Nachtfaltern gefunden, aber die tatsächliche Anzahl ist sehr wahrscheinlich sogar noch deutlich höher. Über mehrere Jahre hinweg gesehen kann es, unter anderem witterungsbedingt, zu erhebliche Schwankungen im Bestand kommen. Die Artenvielfalt der Falter zu fördern, ihre Lebensräume zu erweitern und artgerecht zu pflegen ist nicht ganz einfach, denn die verschiedenen Arten haben auch unterschiedliche Bedürfnisse. Zum Beispiel überwintern einige Falterarten als Raupe oder als Puppe an Ihren Futterpflanzen, so dass diese im Herbst nicht abgemäht werden sollten. Andere Falterarten sind auf nur eine einzige Nahrungspflanze spezialisiert, so dass deren Vorkommen auch das der Falterart bestimmt. Um möglichst viele Falterarten zu fördern, bedarf es somit eines wohlüberlegten Pflegeplanes. Dieser Plan legt den Zeitpunkt, die Häufigkeit und die Teilflächen der Pflege fest. Besonders wichtig sind dabei die Mahd oder Beweidung der Wiesenflächen, aber auch die Entwicklung vielfältiger Waldränder und –säume. Sowohl im Wuhletal als auch am Kienberg werden die Tagfalter seit mehreren Jahren von ehrenamtlichen Spezialisten im Rahmen des Projektes “Tagfalter-Monitoring Deutschland” erfasst. Mit Hilfe der Transektmethode wird die Zählung der Falter entlang der Neuen Wuhle und auf dem Kienberg in der Zeit vom 1. April bis zum 30. September einmal wöchentlich durchgeführt. Diese Art der Falter-Volkszählung findet bereits in 17 europäischen Ländern statt – in Großbritannien sogar schon seit 1976. Hierzulande machte 2001 das Bundesland Nordrhein-Westfalen den Anfang und seit 2005 wird sie systematisch in ganz Deutschland durchgeführt. So kann man nun die Entwicklung der Falter auf allen Ebenen von lokal, wie hier an der Wuhle, bis international verfolgen und auswerten. Je nach der Lage, Größe und Bodenbeschaffenheit Ihres Gartens fühlen sich unterschiedliche Falter bei Ihnen wohl, z. B. in Staudenrabatten, Kräuterbeeten oder Hecken mit Wildsträuchern. Und so lockt man Schmetterlinge in den eigenen Garten: Mehr “Wildnis” im Garten: Es gibt eine “Hitliste der Schmetterlingspflanzenarten”. Hier findet sich eine große Auswahl von Gehölzen, Stauden und Gräsern, die einerseits für Schmetterlinge besonders förderlich sind und andererseits vielleicht auch den Gartennutzer besonders gefallen, bzw. zum jeweiligen Garten passen. Eine sehr große Bedeutung für Schmetterlinge haben Gehölze wie Schlehe und Sal-Weide. Bei den Stauden sind es Natternkopf, Hornklee, Wasserdost und Oreganum. Gefüllte Blüten hingegen bieten in der Regel keinen Nektar. Allerdings gedeihen die meisten dieser Wildblumen am besten auf Böden mit geringem Nährstoffangebot. Dieses zu senken ist recht aufwendig. Einfacher ist es daher die Vielfalt an Pflanzenarten und damit das Nahrungsangebot für Falter zu erhöhen, indem man Teile des Gartens einfach seltener, in der Regel zwei bis vier Mal pro Jahr, mäht, damit sich eine Blumenwiese entwickeln kann. Zusätzlich kann man auch für Schmetterlinge besonders förderliche Pflanzenarten säen oder pflanzen. Zierpflanzen im Garten: Neben den Wildblumen locken auch viele Zierpflanzen wie z.B. Sommerflieder, Blaukissen, Kapuzinerkresse, Phlox und Zinnie eine Vielzahl an Faltern und anderen blütenbesuchenden Insekten an. Nahrung für die Raupen: Ohne Raupen keine Schmetterlinge – und auch Raupen brauchen Nahrung. Die in der “Hitliste der Schmetterlingspflanzen” angeführten Arten, sind auch als Nahrungspflanzen für die Raupen der Schmetterlinge besonders geeignet. Brennnesseln, Disteln und andere “Unkräuter” schmecken den Raupen vom Kleinen Fuchs, Tagpfauenauge, Admiral, C-Falter, Distelfalter und Landkärtchen besonders gut. Sie wachsen häufig in kleinen Bereichen des Gartens, die etwas “verwildern” dürfen. Überwinterungsplätze erhalten: Da viele Falter als Puppe oder Raupe an Zweigen, Blättern und Stängeln Ihrer Lieblingsspeisepflanze überwintern, sollte zumindest auf einigen Teilflächen auf das Mähen im Herbst verzichtet werden. Zusätzlich kann man an geeigneten Stellen auch Laub und Reisig liegen lassen. Hier können die Puppen dann überwintern, und auch mancher Schmetterling. Folgende Arten können mit etwas Glück im Wuhletal leicht beobachtet werden: Projekt “Tagfalter-Monitoring Deutschland” Hitliste der Schmetterlingspflanzen
Der Eichenprozessionsspinner ist ein Nachtfalter, der von Ende Juli bis Anfang September fliegt und seine Eier bevorzugt auf freistehenden Eichen ablegt. Ab dem dritten Raupenstadium bilden die Raupen giftige Brennhaare aus, die für Menschen und Tiere gefährlich sind. Um die Menschen im Landkreis Lüneburg vorbeugend vor den Gefahren des Eichenprozessionsspinners zu schützen, werden bei der Bekämpfung spezielle Fadenwürmer (sog. Nematoden) eingesetzt. Als effektives biologisches Bekämpfungsmittel werden sie vom Boden mitthilfe spezieller Sprühgeräte auf die betroffenen Stellen aufgetragen. Die Nematoden entwickeln sich im Körper der Raupen und töten diese dadurch ab. Für Menschen und Haustiere sind die Würmer ungefährlich. Sie erzeugen keine Nebenwirkungen und fallen weder unter die Biozidverordnung, noch unter das Pflanzenschutzgesetz.
The NA64-Mesozooplankton dataset contains biogeochemistry and mesozooplankton data collected in a series of 9 cruises in the Northern Adriatic completed from January 1965 to September 1965 monthly, and December 1965. Biogeochemistry sampling was undertaken using 5L Nansen bottles fired at 0m, 5m, 10m, 20m, 30m and/or bottom depths. The dataset includes 709 samples analysed for nitrate, phosphate, temperature, salinity and density. Mesozooplankton sampling was undertaken at the same locations as for biogeochemistry, using two different net (Hensen non-closing and Appstein closing net). The dataset includes 146 samples analysed for mesozooplankton composition (at higher taxonomic level), abundance and volume settlement. After sedimentation and volume measurement, the fish larva and fish eggs were extracted from samples (egss of Engraulis encrasicholus were determined). Chaetognaths were partly isolated. Identification at higher taxonomic level of zooplankters was completed. Taxonomic identification was done at Smithonian Mediterranean Centre in Salambo. After sedimentation and volume measurement, the fish larva and fish eggs were extracted from samples (egss of Engraulis encrasicholus were determined). Chaetognaths were partly isolated. Identification at higher taxonomic level of zooplankters was completed. Taxonomic identification was done at Smithonian Mediterranean Centre in Salambo.
In my project I aim at a better understanding of the evolution of malacostracan crustaceans, which includes very different groups such as mantis shrimps, krill and lobsters. Previous studies on Malacostraca, on extant as well as on fossil representatives, focussed on adult morphology.In contrast to such approaches, I will apply a Palaeo-Evo-Devo approach to shed new light on the evolution of Malacostraca. Palaeo-Evo-Devo uses data of different developmental stages of fossil malacostracan crustaceans, such as larval and juvenile stages. With this approach I aim at bridging morphological gaps between the different diverse lineages of modern malacostracans by providing new insights into the character evolution in these lineages.An extensive number of larval and juvenile malacostracans is present in the fossil record, but which have only scarcely been studied. The backbone of this project will be on malacostracans from the Solnhofen Lithographic Limestones (ca. 150 million years old), which are especially well preserved and exhibit minute details. During previous studies, I developed new documentation methods for tiny fossils from these deposits, e.g., fluorescence composite microscopy, and also discovered the first fossil mantis shrimp larvae. For malcostracan groups that do not occur in Solnhofen, I will investigate fossils from other lagerstätten, e.g., Mazon Creek and Bear Gulch (USA), or Montceaules- Mines and La-Voulte-sur-Rhône (France). The main groups in focus are mantis shrimps and certain other shrimps (e.g., mysids, caridoids), as well as the bottom-living ten-footed crustaceans (reptantians). Examples for studied structures are leg details, including the feeding apparatus, but also eyes. The results will contribute to the reconstruction of 3D computer models.The data collected in this project will be used for evaluating the relationships within Malacostraca, but mainly for providing plausible evolutionary scenarios, how the modern malacostracan diversity evolved. With the Palaeo-Evo-Devo approach, I am also able to detect shifts in developmental timing, called heterochrony, which is interpreted as one of the major driving forces of evolution. Finally, the reconstructed evolutionary patterns can be compared between the different lineages for convergencies. These comparisons might help to explain the convergent adaptation to similar ecological niches in different malacostracan groups, e.g., life in the deep sea, life on the sea bottom, evolution of metamorphosis or of predatory larvae.As the project requires the investigation of a large number of specimens in different groups, I will assign distinct sub-projects to three doctoral researchers. The results of this project will not only be published in peer-reviewed journals, but will also be presented to the non-scientific public, e.g., during fossil fairs or museum exhibitions with 3D models engraved in glass blocks.
Ein Programm, das regelmaessig den Studenten einer Hochschule die Moeglichkeit gibt, einen Studienaufenthalt (Mindestdauer 3 Monate) an einer Hochschule eines anderen Mitgliedstaates durchzufuehren. Die dort erbrachten Studienleistungen werden im Rahmen eines Studienganges von der entsendenden Hochschule voll anerkannt. Zusaetzlich werden Kurspraktika (Intensivprogramme) (max. 1 Monat) ueber ein spezifisches Thema abgehalten, an denen Studenten und Dozenten aus verschiedenen Laendern der Gemeinschaft teilnehmen. Der Zuschuss betrifft die Vorbereitungskosten fuer das Lehrmaterial sowie die Reisekosten der Dozenten und Studenten. In Kooperation mit verschiedenen Universitaeten, insbesondere Wageningen (Niederlande), Gent (Belgien) und Trondheim (Norwegen) werden an ausgewaehlten Aquakulturorganismen (z.B. Clarias und Macrobrachium) elektronenmikroskopische und biochemische Untersuchung unter verschiedenen Ernaehrungsbedingungen durchgefuehrt. Das Ziel besteht in der Verbesserung der Aufzucht von Larven bzw. Jugendstadien.
Es sollen: 1. Kuenstliche Infektionen an verschiedenen Fischarten aus der 'Forellenbachregion' mit den Larven der Flussperlmuschel vorgenommen werden; 2. In Laborversuchen weitere Erkenntnisse fuer die Aufzucht von Jungmuscheln gewonnen werden; 3. Versuche durchgefuehrt werden, Muschellarven in kuenstlichen Naehrloesungen ohne Zwischenwirt zur Entwicklung zu bringen; 4. Die Restvorkommen der Flussperlmuschel in den ehemaligen 'Perlbaechen' der Lueneburger Heide festgestellt und kartiert werden. Dabei sollen geeignete Plaetze fuer die Wiederansiedlung der Muschel erkundet und nach oekologischen Gesichtspunkten untersucht werden.
Lecithine und andere Phospholipide bilden, wenn man sie auf die Wasseroberflaeche bringt, monomolekulare Schichten, welche die Oberflaechenspannung des Wassers stark herabsetzen. Es wurde ein Oberflaechenfilm aus pflanzlichen Phospholipiden entwickelt, der die Puppen der Stechmuecken und zum Teil auch die Larven an der Luftaufnahme an der Wasseroberflaeche hindert und rasch ersticken laesst. Die Nebenwirkungen auf die uebrigen luftatmenden Wasserinsekten sind relativ gering. Dieses physikalische Bekaempfungsverfahren wurde 1976 erstmals im Freiland erprobt. 1977 wurden mit diesem Verfahren in einem Grossversuch in den Rheinauen zwischen Karlsruhe und Ludwigshafen die Rheinschnaken (Aedes-Arten) bekaempft. Die Bekaempfung wurde von den Rheinanliegergemeinden durchgefuehrt und erstreckte sich auf ca. 300 ha temporaere Gewaesser.
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 648 |
| Kommune | 2 |
| Land | 439 |
| Wissenschaft | 184 |
| Type | Count |
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| Daten und Messstellen | 69 |
| Ereignis | 5 |
| Förderprogramm | 488 |
| Lehrmaterial | 2 |
| Taxon | 88 |
| Text | 298 |
| Umweltprüfung | 3 |
| unbekannt | 199 |
| License | Count |
|---|---|
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| Language | Count |
|---|---|
| Deutsch | 1030 |
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| Topic | Count |
|---|---|
| Boden | 682 |
| Lebewesen und Lebensräume | 1109 |
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