Der neue UN-Bericht "Marine Litter: A Global Challenge (2009)" wurde am Internationalen Tag der Ozeane 2009 von UNEP und der Schutzorganisation Ocean Conservancy in Washington und Nairobi vorgestellt. Plastik, insbesondere in Form von Tüten und PET-Flaschen, Zigaretten machen dem Bericht zufolge den größten Anteil des marinen Mülls aus. Für diese Untersuchung waren erstmals Müllfunde aus zwölf verschiedenen Meeresregionen weltweit ausgewertet worden, darunter auch aus dem Mittelmeer und der Ostsee.
In Deutschland wird ein Pfand für Einweg-Getränkeverpackungen wie Dosen, Einweg-Glasflaschen und Einweg-PET-Flaschen rechtskräftig, das so genannte Dosenpfand. Grundlage für die Einführung des Pfandes auf Einweg-Getränkeverpackungen ist die Verpackungsverordnung, welche im Jahr 1991 von der damaligen Bundesregierung beschlossen und 1998 novelliert wurde. Laut der alten Verpackungsverordnung werden jährlich Regelerhebungen zur Bestimmung des Mehrweganteils bei den Getränkearten durchgeführt. Der erforderliche Mehrweganteil wurde erstmals 1997 unterschritten. Das wurde im Januar 1999 bekannt gegeben. Das führte zur Auslösung der Pfandpflicht für Bier, Mineralwasser und Erfrischungsgetränke mit Kohlensäure zum 1. Januar 2003. Zu der Verzögerung kam es durch zahlreiche Klagen der Industrie gegen die Veröffentlichung der Nacherhebungsergebnisse.
Mehrweg ist der bessere Weg - auch zur Fußball-WM Pünktlich zur Fußball-WM steht sie wieder in den Regalen einiger Supermärkte: Die Dose. Leider, denn aus ökologischer Sicht schneidet die Dose im Vergleich zu Mehrweg-Getränkeverpackungen nach wie vor schlecht ab. Verbraucher sollten daher einen großen Bogen um die Blechbüchsen machen: „Egal ob Limo, Cola oder Bier - Mehrwegflaschen aus Glas- oder PET sind die erste Wahl, am besten von einem regionalen Anbieter, da in diesem Fall die Transportwege kurz sind“, sagte Jochen Flasbarth, Präsident des Umweltbundesamtes (UBA). Auch Getränkekartons und Beutel schneiden in der Ökobilanz gut ab. Das UBA rät zu Mehrweg und zu ökologisch vorteilhaften Verpackungen wie Getränkekartons. Allerdings müssen die Verbraucher leider im Laden genau hinschauen, denn sowohl Mehrweg- als auch Einwegverpackungen sind oft mit einem Pfand - und mit dem Hinweis "Pfandflasche" - versehen. Einweg wird aber nicht wiederbefüllt. Das UBA fordert die Abfüller und den Handel zur besseren Kennzeichnung auf: „Damit Verbraucherinnen und Verbraucher den Unterschied zwischen Mehrweg und Einweg schnell erkennen können, müssen Verpackungen klarer als bisher gekennzeichnet werden“, so Jochen Flasbarth.
Studie im UBA-Auftrag evaluiert Pfandpflicht Wer seine Getränkeflaschen zurückgibt, tut etwas für die Umwelt. Das gilt vor allem für Mehrweg - aber auch für Einwegflaschen und -dosen. Das zeigt eine Studie der bifa Umweltinstitut GmbH im Auftrag des Umweltbundesamtes. Demnach führt die Pfandpflicht auf Einwegverpackungen zu weniger Müll auf Straßen und Plätzen. Außerdem lassen sich die Einwegbehälter aus Plastik oder Aluminium besser verwerten, da jetzt mehr und sortenrein gesammelt werden. Trotz dieser positiven Effekte gilt aber auch weiterhin: Mehrwegflaschen aus PET sind umweltfreundlicher als Einwegflaschen und -dosen. UBA-Präsident Jochen Flasbarth: „Nach wie vor ist Mehrweg die richtige Entscheidung für die Umwelt. Mit der Pfandpflicht für Einwegbehältnisse konnten zudem auch Umweltverbesserungen erreicht werden.“ Die Studie macht mehrere Vorschläge, um das jetzige Pfandsystem zu verbessern. So soll die Pfandpflicht möglichst für alle Getränkesegmente gelten und alle Verpackungen sollen einen klaren Hinweis mit „EINWEG“ bzw. „MEHRWEG“ erhalten. Dadurch könnte jeder Verbraucher unmittelbar erkennen, in welcher Form er seine Getränke kauft. Um auch Mehrwegsysteme weiter zu verbessern, empfiehlt das bifa Umweltinstitut, noch häufiger PET-Mehrwegflaschen einzusetzen. Für PET-Mehrwegflaschen wird bei der Produktion und beim Transport noch weniger Energie benötigt als bei Mehrwegglasflaschen, wodurch sie vor allem bei weiten Transportdistanzen besser abschneiden.
Nach 128 Tagen ist der Katamaran Plastiki des Öko-Aktivisten David de Rothschild am 26. Juli 2010 in Sydney eingelaufen. Die Pazifik-Überquerung auf 12.500 Plastikflaschen ist der zehnköpfige Crew geglückt. Sie haben mehr als 8.000 Seemeilen zurückgelegt, um auf die Verschmutzung der Weltmeere durch Plastikabfälle aufmerksam zu machen. Die Idee zur Expedition in ein Meer aus Plastik kam de Rothschild, als er in einem Bericht des UN-Umweltprogramms Unep darauf stieß, dass rund 80 Prozent des gesamten Mülls in den Weltmeeren Plastiktüten, PET-Flaschen und andere Plastikabfälle sind.
Am 26. Februar 2010 wurde die Plastiki von David de Rothschild, einem britischen Abenteurer, Ökologen und Gründer des Unternehmens Adventure Ecology, im kalifornischen Sausalito erstmals der Öffentlichkeit gezeigt. Die Plastiki ist ein 60 Fuß langer Katamaran, der aus mehr als 12.500 PET-Flaschen gebaut wurde. Die Crew wird mit ihrem Boot in den nächsten Wochen von San Francisco südlich an Hawaii vorbei, über das Bikini-Atoll nach Sydney segeln, um mit ihrer Fahrt auf die Verschmutzung der Ozeane durch Plastikabfälle aufmerksam zum machen.
Ein Forschungsteam aus Japan beschreibt in der Ausgabe vom 11. März 2016 der Zeitschrift Science den ersten bekannten Mikroorganismus, der in der Lage ist, den Kunststoff PET abzubauen und komplett stofflich zu verwerten. Das japanische Forscherteam aus Kyoto, Yokohama und Yamaguchi hat in Proben aus einer Recyclingstation für PET-Flaschen ein bislang einzigartiges Bakterium (Ideonella sakaiensis) in einem Konsortium mehrerer Mikroorganismen identifiziert, das in der Lage ist, PET-Kunststoff zu verwerten.
Hintergrund des Vorhabens ist die Richtlinie (EU) 2019/904 des Europäischen Parlaments und des Rates vom 05. Juni 2019 über die Verringerung der Auswirkungen bestimmter Kunststoff produkte auf die Umwelt. Zielsetzung des Projekts ist es, die in Artikel 4, Artikel 6 Abs. 5 und Artikel 9 unter Berücksichtigung von Artikel 13 Abs. 1 bis 3 der Einwegkunststoffrichtlinie (EWKRL) geforderten Daten für Deutschland zu ermitteln. Der erste verpflichtende Berichtszeitraum ist 2022. Mit diesem Vorhaben soll der Stand vor dem Ergreifen nationaler Maßnahmen erhoben werden. Als Bezugsjahr wurde deshalb das Jahr 2020 gewählt. 2020 wurden in Deutschland 36,3 Mrd. Einwegartikel (Haupteinheiten) im Sinne des Artikel 4 der Einwegkunststoffrichtlinie verbraucht. 79,3 % des stückzahlbezogenen Verbrauchs sind Lebensmittelverpackungen. Die Einwegartikel haben ein Gesamtgewicht von 355 kt und ein Kunststoffgewicht von 288,2 kt. Deutschland erreicht bereits 2020 die ab dem Bezugsjahr 2025 geforderte Zielquote von 25 % Rezyklatanteil in Einweggetränkeflaschen, die hauptsächlich aus Polyethylenterephthalat bestehen (PET-Flaschen). Die Rezyklateinsatzquote beträgt im Bezugsjahr 2020 27,9 %. 494 kt Kunststoffflaschen im Sinne des Artikel 6 Absatz 5 Einwegkunststoffrichtlinie wurden 2020 verbraucht. Insgesamt 138 kt Kunststoffrezyklate sind in der Verbrauchsmenge dieser Einweggetränkeflaschen aus PET enthalten. Ziel des Artikel 9 Einwegkunststoffrichtlinie ist die Steigerung der hochwertigen Verwertung von Einweggetränkeflaschen aus Kunststoff. Bis 2025 müssen die Mitgliedstaaten nachweisen, dass 77 % der Einweggetränkeflaschen aus Kunststoff getrennt gesammelt werden, 2029 erhöht sich die Zielquote auf 90 %. Sowohl die Erfassung über die Rücknahmesysteme als auch die LVP-Sammlung der dualen Systeme sind als getrennte Sammelsysteme qualifiziert. Insgesamt erreichen Einweggetränkeflaschen aus Kunststoff im Sinne der Einwegkunststoffrichtlinie eine getrennte Sammelquote von 94,7 %. Die Zielquote für 2029 übertrifft Deutschland bereits 2020 deutlich. Quelle: Bericht
Background The ubiquitous occurrence of microplastic particles in marine and aquatic ecosystems was intensively investigated in the past decade. However, we know less about the presence, fate, and input paths of microplastic in terrestrial ecosystems. A possible entry path for microplastic into terrestrial ecosystems is the agricultural application of sewage sludge and solid bio-waste as fertilizers. Microplastic contained in sewage sludge also includes polyethylene terephthalate (PET), which could originate as fiber from textile products or as a fragment from packaging products (foils, bottles, etc.). Information about microplastic content in such environmental samples is limited yet, as most of the used analytical methods are very time-consuming, regarding sample preparation and detection, require sophisticated analytical tools and eventually need high user knowledge. Results Here, we present a simple, specific tool for the analysis of PET microplastic particles based on alkaline extraction of PET from the environmental matrix and subsequent determination of the monomers, terephthalic acid, using liquid chromatography with UV detection (LC-UV). The applicability of the method is shown for different types of PET in several soil-related, terrestrial environmental samples, e.g., soil, sediment, compost, fermentation residues, but also sewage sludge, suspended particles from urban water management systems, and indoor dust. Recoveries for model samples are between 94.5 and 107.1%. Limit of determination and limit of quantification are absolute masses of 0.031 and 0.121 mg PET, respectively. In order to verify the measured mass contents of the environmental samples, a method comparison with thermal extraction-desorption-gas chromatography-mass spectrometry (TED-GC/MS) was conducted. Both methods deliver similar results and corroborated each other. PET mass contents in environmental samples range from values below LOQ in agriculture soil up to 57,000 mg kg-1 in dust samples. Conclusions We demonstrate the potential of an integral method based on chemical extraction for the determination of PET mass contents in solid environmental samples. The method was successfully applied to various matrices and may serve as an analytical tool for further investigations of PET-based microplastic in terrestrial ecosystems. © The Author(s) 2020
Die Stellen der Probenentnahme sollen in freifließenden Abschnitten liegen. Staubereiche und künstlich stark aufgeweitete oder vertiefte Bereiche sind zu meiden, da sich dort die Fließgeschwindigkeit oft erheblich verlangsamt, was zu Einschichtungen oder zur Sedimentation des Phytoplanktons führen kann. Die Beprobung von Brücken ist zulässig, sofern die strömungszugewandte Seite gewählt wird. Folgende Gewässerbereiche sind für Probestellen nicht geeignet: künstliche Staubereiche in Zusammenhang mit Wasserkraftanlagen, Pegeln oder Schleusen Gewässerabschnitte direkt unterhalb von Staustufen vertiefte Bereiche wie z. B. Hafenbecken oder tiefe Schifffahrtsrinnen (Faustregel: ungeeignet, wenn um mehr als ein Drittel vertieft gegenüber der "normalen" Tiefe) künstlich aufgeweitete Bereiche (Faustregel: ungeeignet, wenn auf mehr als das Doppelte aufgeweitet gegenüber der "normalen" Breite) Für jedes Untersuchungsjahr ist eine monatliche Beprobung des Phytoplanktons im Zeitraum März bis Oktober durchzuführen. Es sollten mindestens vier Termine im Zeitraum Mai bis September liegen und letztlich mindestens sechs Termine für die biologische Bewertung zur Verfügung stehen. Eine 14-tägige Beprobung wird für die Chlorophyll-a-Bestimmung und für die Nährstoffe empfohlen. Die Proben sollten in der Strommitte mit einem Wasserschöpfer (Ruttner- oder Van-Dorn-Fallschöpfer) in der Regel aus einer Tiefe von 0,5 m entnommen werden. Dies kann z. B. von einer Brücke aus auf der strömungszugewandten Seite geschehen. Es werden keine Planktonnetze verwendet. In langsam fließenden Fließgewässern kann es zu horizontalen Einschichtungen des Phytoplanktons im Wasserkörper kommen. Bei sichtbaren Aufrahmungen von Algen und einer Sichttiefe unter 1 m wird eine zweite Probe von der Gewässeroberfläche entnommen und mit der Probe aus 0,5 m zu einer Mischprobe vereint. An jedem Probenahmetermin sind für die PhytoFluss-Bewertung aus der Potamoplankton-Schöpfprobe aus 0,5 m Tiefe mindestens folgende drei Teilproben herzustellen: Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Variante "Filterprobe"(empfohlen): 1 Liter (je nach Algendichte) unfixiert in PET-Flasche, Transport ins Labor dunkel und kühl. Dort Filtrierung. Bei mobiler Filtriermöglichkeit (Handfiltriergerät): 100-1.000 ml Probe (je nach Algendichte, deutliche Färbung des Filters erforderlich) werden über Cellulosenitrat-Membranfilter (0,4-1,0 µm) filtriert. Die Filter werden in Plexiglas-Petrischalen gelagert und müssen bis zur endgültigen Lagerung noch Luft getrocknet werden. Variante "Alkoholprobe" (empfohlen): Die Vorfixierung der Probe erfolgt vor Ort mit 96%igem Ethanol (unvergällt) oder Isopropanol. 0,9 Liter Probe wird in eine 1 Liter Kautexflasche gefüllt und mit Alkohol aufgefüllt, d. h. im Verhältnis 1:9 vorfixiert. Weiteres Einengen und Nachfixieren findet im Labor statt. Variante "Lugolprobe": 500 ml Probe (je nach Algendichte oder Notwendigkeit einer Rückstellprobe auch 200-1.000 ml möglich) wird mit handelsüblicher Lugol-Lösung (versetzt mit Natriumacetat) in 500 ml-Klarglas-Enghals-Flaschen fixiert bis die Probe cognacfarben ist (ca. 4 ml Lugol pro 200 ml Probe). Zunächst keine Weiterbehandlung im Labor, bei gekühlter und luftdichter Lagerung mindestens für ein halbes Jahr bis maximal ein Jahr haltbar. Alle Proben werden mit einem Etikett beschriftet, das jeweils den Namen des Gewässers und der Probestelle, das Probenahmedatum sowie möglichst auch eine fortlaufende Labor-Probennummer angibt. Es sollte sichergestellt sein, dass die unfixierten Proben noch am selben Tag zur Filtration im chemischen Labor eingehen. Die Chlorophyll a-Konzentration (Chl a) einer Wasserprobe ist spektralphotometrisch zu messen. Sie korreliert mit der Biomasse des enthaltenen Phytoplanktons, da alle Arten dieses Pigment zur Photosynthese nutzen. Die Chlorophyll a-Konzentration wird für das PhytoFluss-Verfahren als Kenngröße für die Biomasse des Phytoplanktons verwendet. Die Wasserproben müssen noch am Probenahmetag mit einer Vakuumpumpe auf einen Glasfilter filtriert werden (Abbildung 2). Der Filterrückstand enthält die Algen und deren Pigmente. Die Bestimmung der Chlorophyll a-Konzentration nach der Norm (DIN 38409-H60 2019) beruht auf der ethanolischen Heißextraktion aus dem Filterrückstand und der anschließenden Absorptionsmessung bei 665 nm, wobei auch Phaeopigmente (Abbauprodukte des Chlorophyll) mit erfasst werden. Nach quantitativer Überführung des Chlorophyll a in Phaeopigmente mittels Ansäuern wird eine erneute Messung bei 665 nm durchgeführt. Eventuell auftretende Trübungen werden durch Messungen bei 750 nm korrigiert. Aus den photometrischen Analyse-Ergebnissen kann der Chlorophyll a-Wert nach DIN (mit Phaeophytinabzug) errechnet werden: Chl a DIN = Gesamtpigment – (Phaeophytin/1,7) Die Angabe der Pigmentkonzentrationen erfolgt üblicherweise in µg/l. Ziel der mikroskopischen Analyse sind die taxonomische Bestimmung sowie repräsentative Vermessungen der Algenzellen zur Ermittlung des Biovolumens der Phytoplanktontaxa. Dies erfolgt an speziellen Umkehrmikroskopen nach dem genormten "Utermöhl-Verfahren" (DIN EN 15204). Dafür werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert (s. Abb. 1). In einem definierten Volumen der Lugol-fixierten Probe werden die Taxa bestimmt und gezählt. Der Volumenbezug dient der Rückberechnung auf die im Gewässer herrschende Algendichte "Biovolumen/Liter". Anschließend wird ihr Verdrängungsvolumen, das sogenannte Biovolumen, unter Berücksichtigung ihrer unterschiedlichen Größen und Formen berechnet. Weitere Festlegungen, wie etwa zur mikroskopischen Bearbeitung und Auswertungsstrategie, wurden u. a. von Nixdorf et al. (2010) getroffen. Für die Mikroskopie werden die Phytoplankter einen Tag zuvor in Absetzkammern angereichert. Da die Zellkonzentration in Abhängigkeit von der Artenzusammensetzung und der Saison sehr stark schwanken kann, sind Orientierungswerte zur Auswahl des benötigten Absetzvolumens sowie die Chlorophyll a-Konzentration der Probe hilfreich. In der Verfahrensanleitung (Mischke et al. 2022) sind Beispiele mit Orientierungswerten genannt. Für die weitere Konservierung oder Weiterverarbeitung der Proben stehen je nach Fixierungsmethode im Gelände mehrere Varianten zur Verfügung. Die Wahl der passenden Methode richtet sich auch danach, wie lange die Probe bis zur endgültigen taxonomischen Bearbeitung gelagert werden muss. Variante "Filterprobe": Zeitnah zur Probenahme bzw. möglichst am selben Tag ist das in der Regel 1 Liter unfixierte Probenvolumen auf Cellulosenitrat-Membranfilter zu filtrieren. Nach anschließender Lufttrocknung (s. auch Nixdorf et al. 2010) können die Filter in Plexiglas-Petrischalen ohne Konservierungsmittel längere Zeit aufbewahrt werden. Anmerkung : Celluloseacetatfilter haben sich nicht bewährt, da diese beim späteren Aufschluss unter heißer Säure und H 2 O 2 verklumpen. Ebenfalls ungeeignet ist die Verwendung von Glasfaserfiltern. Diese hinterlassen beim späteren Aufschluss eine hohe Zahl von Glasfasern, die das mikroskopische Bild überlagern und damit eine zuverlässige Bearbeitung im Mikroskop unmöglich machen. Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis deutlich über ein Jahr geeignet. Variante "Alkoholprobe": Das vorfixierte Probenmaterial muss im Labor 2-3 Tage in der Kautexflasche absedimentieren. Der Überstand wird anschließend vorsichtig mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der aufgeschüttelte Rückstand wird in dicht schließende Flaschen abgefüllt und mit 96%igem Ethanol/Isopropanol (unvergällt, d. h. kein Brennspiritus!) im Verhältnis 1:5 nachfixiert. Ein Gesamtvolumen von 100 ml Diatomeen-Suspension ist ausreichend. Zur taxonomischen Bestimmung muss ein Diatomeenpräparat mit Probenaufschluss mittels Wasserstoffperoxid angefertigt werden (siehe Variante 2 in Nixdorf et. al. 2010; S. 14-15). Diese Art der Konservierung ist für Lagerzeiten bis rund 6 Monate geeignet. Kühlung (4-8°C) verlängert die mögliche Lagerzeit. Variante "Lugolprobe": Sind nur Lugol-fixierte Proben verfügbar, muss das jodhaltige Fixierungsmittel vor dem Aufschluss der Diatomeen folgendermaßen ausgewaschen werden: Die Proben werden mindestens 2 Tage zur Absedimentierung stehen gelassen. Der Überstand wird mit einer Wasserstrahlpumpe abgesaugt und mit H 2 O dest. auf ca. 250 ml aufgefüllt. Dieser Auswaschvorgang wird noch zweimal wiederholt. Anschließend kann die Probe zur Analyse aufgeschlossen werden (Verfahren s. auch Nixdorf et. al. 2010). Diese Art der Konservierung ist mit Kühlung (4-8°C) für Lagerzeiten von 6 Monaten bis maximal ein Jahr geeignet. Lugol-fixierte Proben dürfen nicht in Plastikflaschen aufbewahrt werden, da das Jod des Fixiermittels von der Flaschenwandung aufgenommen wird und die Fixierung dann abgeschwächt ist. Zudem kann die Kontrolle der Färbung der Probe (Cognac-farben) wegen der Durchfärbung der PE-Flaschenwände nicht mehr stattfinden. Falls die Diatomeen-Bestimmungen nicht ohnehin obligatorisch erfolgen, entscheiden über deren Durchführung die in der Utermöhl-Zählung gefundenen Anzahlen von Taxa und Indikatortaxa des gesamten Jahrgangs. Dieses Prozedere mit fakultativer Diatomeen-Analyse nach Abschluss der Utermöhl-Taxonomie erfordert in der Praxis eine Haltbarkeit der Diatomeenproben, die deutlich über einem Jahr liegen kann.
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