Am 29. Oktober 2015 wiesen die Meereswissenschaftler Prof. Dr. Hans-Otto Pörtner und Prof. Dr. Ulf Riebesell im Vorfeld der Weltklimakonferenz beim Klima-Frühstück des Deutschen Klima-Konsortiums (DKK) und des Konsortiums Deutsche Meeresforschung (KDM)daraufhin, dass ambitionierte Klimaziele und Treibhausgasreduktionen nötig seien, um die Zukunft unseres Planeten und des Ozeans zu sichern. „Wir können klar sagen, dass die menschlich verursachte Erwärmung auf deutlich unter 2°C Grad – eher noch 1,5°C Grad – begrenzt werden muss“, erklärte Hans-Otto Pörtner. Die Empfindlichkeit der Korallenriffe erfordert sogar eine noch stärkere Begrenzung, wie Pörtner deutlich machte: „Nach Modellrechnungen können fünfzig Prozent der Korallenriffe erhalten werden, wenn wir den Temperaturanstieg auf etwa 1,2°C Grad begrenzen. Hierbei sind aber zusätzliche Risiken etwa durch Ozeanversauerung noch nicht einbezogen.“ Zu den größten Klimarisiken für die Ozeane zählt die Versauerung: 24 Millionen Tonnen Kohlendioxid (CO2) nimmt der Ozean jeden Tag auf. Er hat bisher etwa ein Drittel des seit Beginn der Industrialisierung freigesetzten CO2 absorbiert und so die Auswirkungen des Klimawandels abgemildert. Durch die CO2-Aufnahme ist der Säuregrad des Ozeans heute im Mittel um 28 Prozent höher als zu vorindustrieller Zeit. Bei ungebremsten CO2-Emissionen wird sich der Säuregehalt bis zum Ende dieses Jahrhunderts mehr als verdoppeln. Je stärker die Ozeane versauern, desto weniger zusätzliches Kohlendioxid können sie aus der Atmosphäre aufnehmen. „Die Geschwindigkeit der prognostizierten Ozeanversauerung ist beispiellos in der Erdgeschichte“, betonte Professor Dr. Ulf Riebesell, Leiter der Forschungseinheit Biologische Ozeanographie am GEOMAR Helmholtz-Zentrum für Ozeanforschung Kiel. „Vor allem kalkbildende Organismen gehören zu den Verlierern der Ozeanversauerung, darunter neben Korallen auch Muscheln, Schnecken, Seeigel und Seesterne sowie viele Kalkbildner im Plankton.“
Die Probenahme und Aufbereitung folgt den Arbeitsschritten: Planung der Probenahme, Freilandarbeit und Aufbereitung der Proben im Labor. Je nach Gewässer(typ) oder Zustand des Gewässers kommen unterschiedliche Methoden zum Einsatz, bzw. können gewählt werden (z. B. Taucharbeit oder schiffsgestützte Probenahmetechniken). Planung der Probenahme (Vorarbeiten) Festlegung des/der zu beprobenden Biotops/Biotoptypen Räumliche Durchführung Zeitliche Durchführung Freilandarbeiten in Abhängigkeit vom Biotoptyp und den örtlichen Gegebenheiten als Tauch- oder schiffsgestützte Beprobung Aufarbeitung der Proben Bestimmung des Artenspektrums Analyse der Abundanz (Individuenzahlen) Die Bewertung des MZB erfolgt innerhalb eines Wasserkörpers. Natürlicherweise ist der Meeresboden in allen Wasserkörpern der deutschen Ostseeküste durch das MZB besiedelbar. Entsprechend kann die Probenahme überall im Wasserkörper durchgeführt werden und ist damit unabhängig von zuvor spezifizierten Stationen. Allerdings sind die einzelnen Habitate wie Weichboden, Phytal und Hartsubstrat, nicht in jedem Wasserkörper vorhanden, bzw. sind in Bezug auf den Flächenanteil nicht gleichmäßig verteilt. Aus diesem Grund wird für jeden Wasserkörper das Habitat bestimmt, welches rezent den größten Anteil hat. Dieses Habitat ist als repräsentativ für den gesamten Wasserkörper anzusehen und zu beproben. Alle anderen Habitate werden ignoriert. Eine Liste, in der das zu beprobende Habitat für jeden Wasserkörper festgelegt ist, kann dem Handbuch zum Verfahren entnommen werden (Berg & Meyer 2015). Für eine vergleichbare und abgesicherte Bewertung wird eine Anzahl von 20 Proben pro Habitat und damit Wasserkörper festgelegt, um die Erfassung eines möglichst großen Teils des Artenspektrums zu gewährleisten. Für die Bewertung ist es unerheblich, ob die einzelnen Proben zufällig in der Fläche des Wasserkörpers verteilt sind oder entlang eines Transektes, das vom Flachwasser in größere Tiefen reicht, genommen werden. Es muss jedoch sichergestellt sein, dass die Proben an Orten entnommen werden, die für den gesamten Wasserkörper als repräsentativ und typisch gelten können (in Bezug auf Wassertiefe, Exposition, Sediment etc.). Die Beprobung geschieht pro Wasserkörper und soll möglichst nicht an den geographischen Grenzen der Wasserkörper, an den vertikalen Tiefengrenzen der Wasserkörper, an Übergängen zwischen Habitaten stattfinden, sondern möglichst immer in den zentralen Bereichen dieser Gradienten. Die Probenahmestellen sollen geografisch im mittleren bzw. typischen Bereich der Wasserkörper, in den mittleren vertikalen Bereichen der Wasserkörper, in den zentralen, typischen und gut ausgeprägten Teilen der Habitate stattfinden. Grundsätzlich ist der gesamte vertikale Siedlungsbereich, der innerhalb eines Wasserkörpers natürlicherweise zur Verfügung steht, zu berücksichtigen, wobei Extremzonen wie z.B. der unmittelbare Übergangsbereich zwischen Land und Wasser zu vermeiden sind. Folgende Tiefenzonen wurden deshalb für die einzelnen Küstengewässertypen festgelegt (Tab. 1). Tab 1: Zu beprobende Tiefenbereiche der verschiedenen Küstengewässertypen. Küstengewässertyp Zu beprobender Tiefenbereich B1 1 m bis zur unteren Tiefengrenze des Gewässers aber nicht tiefer als 10 m B2 1 m bis zur unteren Tiefengrenze des Gewässers aber nicht tiefer als 10 m B3 2–10 m B4 17–30 m Ausgenommen von diesen grundsätzlichen Tiefengrenzen sind: Wasserkörper, in denen über 25 % der Wasserfläche flacher als 1 m sind: dort sind die flachen Bereiche als typisch anzusehen und nicht auszuschließen. Beprobungen des Habitats „Phytal“: dort ist das typische, dichte Phytal unabhängig von der Wassertiefe zu beproben. Für ein operatives Monitoring ist eine einmalige Probenahme pro Wasserkörper und Jahr als Minimalanforderung ausreichend. Der jahreszeitliche Schwerpunkt dieser Probenahme variiert zwischen den Biotopen (Tab. 2). Tab 2: Biotoptyp und Untersuchungszeitraum. Biotoptyp jahreszeitlicher Schwerpunkt der Beprobung Weichboden zeitiges Frühjahr (Mitte März – Mitte April) um starke Abundanzschwankungen durch Fortpflanzungsereignisse zu vermeiden. Beprobung des „standing stock“ der Gemeinschaft. Phytal zeitiger Sommer (Mitte Juni – Mitte Juli) zum Hauptvegetationszeitpunkt der mehrjährigen Vegetationselemente als Lebensraum der Phytalfauna Die Erfassung des Arteninventars und der Abundanz (Individuendichte) erfolgt vorwiegend mittels Taucharbeiten, um die klare Trennung der Habitate zu gewährleisten. Die Beprobungen müssen von geprüften und geschulten Forschungstauchern und -taucherinnen nach den Richtlinien der Berufsgenossenschaft durchgeführt werden, um alle sicherheits- und versicherungstechnischen Aspekte abzudecken, aber auch die fachlich gesicherte Ansprache der Habitate sicher zu stellen. Die spezifischen Probenahmetechniken für Makrozoobenthosuntersuchungen in marinen Sedimenten (Weichboden) sind in einer Standardarbeitsanweisung (SOP) des Umweltbundesamtes ( BLMP 2009 ) festgeschrieben, die alle erforderlichen Geräte und Materialien auflistet und alle Arbeitsschritte detailliert beschreibt sowie in der DIN-Norm Wasserbeschaffenheit – Anleitung für die quantitative Probenahme und Probenbearbeitung mariner Weichboden-Makrofauna. Die zu leistenden Untersuchungen werden deshalb nachfolgend nur skizziert. Der Einsatz schiffsgestützter Probenahmegeräte wie z. B. dem Greifer (Abb. 1) ist ausschließlich für die äußeren Küstengewässer (Typ B3 und B4) und nur im Habitat Weichboden vorgesehen und muss dann in Kombination mit Unterwasser-videotechnik durchgeführt werden. Eine Probenahme ohne Sichtkontrolle ist zu vermeiden. Die zu beprobende Fläche einer einzelnen Probe soll jeweils 0,1 m 2 betragen. Als Probenahmegerät wird bei Tauchbeprobung ein Sammelrahmen (Größe: 0,33 x 0,33 m), bei der schiffsgestützten Beprobung in der Regel ein Van-Veen-Greifer benutzt. Abb. 1: Darstellung der wichtigsten Probenahmegeräte, des Sammelrahmens (links) für die Taucharbeit und des Van-Veen-Greifers (rechts) für die schiffsgestützte Beprobung. Für Phytalbeprobung ist ausschließlich eine Tauchbeprobung per Sammelrahmen vorgesehen (Abb. 1). Der Rahmen wird auf den Meeresboden gesetzt, auf dem das Phytal wächst. Dann werden die oberirdischen Pflanzenteile, die sich innerhalb des Rahmens befinden, vom Substrat gelöst (entweder mit einem Messer oder mit der Hand) und in den aufgespannten Netzbeutel überführt. Die an den Pflanzen lebenden Tiere verstecken sich dabei in den Pflanzen (sie flüchten nicht ins offene Wasser), so dass trotz der „Störung“ durch die Beprobung eine quantitative Probenahme erfolgt. Das übrige Vorgehen entspricht dem in der SOP beschriebenen Verfahren beim Weichboden. Für die Probenahme ist ein Feldprotokoll zu führen, welches mindestens folgende Informationen enthalten soll (Tab. 3. Tab 3: Parameter des Probenahmeprotokolls. Parameter Einheit/Definition Probenahmestelle/Transektname eindeutige Zeichenkette Wasserkörper Name/Bezeichnung des Wasserkörpers Beprobtes Habitat Weichboden/Phytal Datum und Uhrzeit Tag, Monat und Jahr, sowie Uhrzeit geografische Position Gradangaben im System WGS84 oder ETRS89 (das Koordinatensystem muss mit angegeben werden) Verwendetes Probenahmegerät Greifer oder Rahmen mit Angabe der Größe und des Gewichtes (Gewicht nur beim Greifer) Füllhöhe der Probe Nur beim Greifer: Füllhöhe in cm oder % des Gesamtvolumens des Greifers Maschenweite der Siebe mm Salzgehalt psu (an der Wasseroberfläche und über Grund) Wassertemperatur Grad Celsius (an der Wasseroberfläche und über Grund) Sauerstoffgehalt und -sättigung mg/l (Sauerstoffgehalt) und Prozent (Sauerstoffsättigung) (an der Wasseroberfläche und über Grund) Wetter und Wind ICES-Wettercode und Windrichtung (N, NE, E, ..., W, NW) Secchi-Tiefe (Sichttiefe) Meter (gemessen mit einer Secchi-Scheibe) Exposition 6-stufige standardisierte CIS Skala Sedimenttyp Anthropogene Beeinflussung (in der Umgebung der Probenahmestelle) z. B. Baggerungen, Fischerei, Freizeitaktivitäten, Verklappung, besondere Nutzungen biogene Strukturen (in der Umgebung der Probenahmestelle) z. B. Kothaufen von Wattwürmern oder Atemlöcher für Muscheln, etc Vorort wird grundsätzlich die gesamte Probe nach vollständiger Siebung über 1 mm Maschenweite in 4 %-igem Formaldehyd (mit Borax gepuffert) fixiert. Jede Probe wird einzeln gesiebt, bearbeitet sowie getrennt aufbewahrt und dokumentiert. Die Probenaufarbeitung im Labor erfolgt ebenfalls nach den Vorgaben der Standardarbeitsanweisung und der DIN EN Richtlinien und hat die Bestimmung der Taxa (Artenspektrum) sowie die Zählung der Individuen (Bestimmung der Abundanz) zum Ziel. Kleinere Portionen der zu untersuchenden Probe werden dazu über einem Sieb mit einer Maschenweite von 1 mm mit einem sanften Strahl von Leitungswasser gespült, um das Formaldehyd auszuwaschen. Um die Bearbeiter vor Formaldehyd-Dämpfen zu schützen, hat das Auswaschen aus Arbeitsschutzgründen unter einem Abzug oder in einem geeigneten separaten Raum zu erfolgen. Der Siebrückstand wird in eine Sortierschale überführt und knapp mit Leitungswasser überschichtet. Danach erfolgt das Aussortieren unter dem Stereomikroskop bei einer Vergrößerung von 10× bis 20×. Dazu wird mittels verschiedener Pinzetten und Präparier- bzw. Insektennadeln das Material grob nach Größe und Großtaxa vorsortiert und in bereit stehende Sortiergefäße überführt. Große Individuen (Seesterne, Seeigel, Muscheln) werden in einen separaten Behälter überführt, ebenso Steine oder anderes Hartsubstrat mit Bewuchs. Wurmröhren werden nicht entfernt, um die Tiere für die spätere taxonomische Zuordnung möglichst intakt zu erhalten. Außerdem kann die Form und Struktur der Röhren als taxonomisches Hilfsmittel dienen. Nach dem Sortieren werden die Taxa in Gefäße mit der gleichen Aufschrift wie bei den Probengefäßen gegeben. Es entfällt dabei die eventuell vorhandene Gefäßnummer, dafür kommt die Bezeichnung des Taxons hinzu. Zur Erleichterung der Sortierung können Färbemittel verwendet werden.
Fachleute aus dem In- und Ausland diskutieren, wie sich die Kohlendioxid-Speicherung auf die marine Umwelt auswirkt Das Programm des Workshops steht als Download bereit unter: Die technische Abscheidung und Speicherung von CO 2 (Carbon Capture and Sequestration, kurz CCS ) ist noch in der Erprobungsphase. Bei den zu erwartenden Größenordnungen des zu speichernden CO 2 sind nationale Regelungen erforderlich, die dafür sorgen, dass vor einer Erteilung von Zulassungen für Speicherprojekte potentielle Umweltwirkungen umfassend geprüft werden. Internationale Meeresschutzübereinkommen stellten in dieser Richtung bereits Weichen. Zudem soll die Integration des CCS in den Emissionshandel dafür sorgen, dass nur dort eingespeichert wird, wo es sicher ist, dass das einmal gespeicherte CO 2 langfristig im Meeresuntergrund bleibt. Für effektiven Klimaschutz hat das UBA eine Anforderung definiert, die ein maximales jährliches Entweichen von 0,01 Prozent CO 2 zulässt. Dieses bedeutet, dass nach 1000 Jahren noch 90 Prozent des eingelagerten CO 2 in den Kavernen vorhanden wären. Auch bleibt die Frage zu klären: Wie viel austretendes CO 2 wäre für die Meeresökosysteme noch akzeptabel? Denn: Sollte das Klimagas aus den Speichern austreten und in das darüber liegende Meerwasser gelangen, führte dies zur Versauerung des Meerwassers und könnte am Meeresboden lebende, kalkbildende Lebewesen - wie Korallen oder Seeigel - schädigen. Bislang ist die tatsächliche Empfindlichkeit der Meereslebewesen gegenüber einer Versauerung ihres Lebensmilieus nur sehr wenig erforscht. Aus diesem Grund schlagen das UBA und die Verfasser der Studie eine Leckagerate unter 0,01 Prozent vor. Das UBA hält die CCS-Technik lediglich für eine Übergangslösung bis andere Klimaschutzmaßnahmen, wie vor allem der Einsatz erneuerbarer Energien und die Steigerung der Energieeffizienz, hinreichend entwickelt sind.
Ziele: Seit Beginn der Industrialisierung hat der Ozean nahezu die Hälfte der Kohlendioxidmenge, die aus der Verbrennung fossiler Energieträger stammt, aufgenommen. In Folge dessen ist seit dem Jahr 1750 der pH-Wert des Oberflächenwassers der Ozeane um 0,12 gesunken. Trotz der Risiken, die diese Entwicklung in sich birgt, fehlt ein grundlegendes Verständnis der möglichen meeresbiologischen und geochemischen Konsequenzen dieser Ozeanversauerung. In zahlreichen nationalen (z. B. WBGU, 2006) und internationalen Expertenberichten (z. B. 5. IPCC Report, 2007; ICES, 2008) werden Forschungen gefordert, um diese Lücke zu schließen und eine systembasierte Abschätzung der zu erwartenden Risiken zu erlangen. Hierzu substanzielle Beiträge zu liefern, ist das generelle Ziel von BIOACID. Dafür wird die Expertise von Molekular- und Zellbiologen, Biochemikern, Pflanzen- und Tierphysiologen, Meeresökologen, marinen Biogeochemikern und Ökosystemmodellierern in einem integrierenden Ansatz kombiniert. Die übergeordneten Themen des Verbundes lauten: 1. Primärproduktion, mikrobielle Prozesse und biogeochemische Rückkopplungsmechanismen, 2. Leistungsmerkmale bei Tieren: Reproduktion, Wachstum und Verhaltensweisen, 3. Kalzifizierung - Empfindlichkeiten von Phyla bis zu Ökosystemen, 4. Interaktionen zwischen Arten und die Zusammensetzung der Gemeinschaften in einem sich ändernden Ozean, 5. Integrierte Abschätzung: Sensivitäten und Unsicherheiten, Trainingsworkshops zu zentralen Forschungsinhalten und -methoden.
Within the last 150 years, sea urchins have progressively become important model organisms in the fields of comparative ontogeny, evolutionary biology, systems biology and marine medicine. Vast amounts of information are accessible on embryonic development and the regulation of gene expression in sea urchin early life stages. The enormous interest in these organisms culminated in the sequencing of the complete genome of the California sea urchin, Strongylocentrotus purpuratus, enabling exciting comparative studies on unifying principles in cellular stress responses and the development of immune systems within the animal kingdom. With a large number of human disease gene orthologs present in the sea urchin genome and recent findings of sea urchin embryonic development being highly sensitive to ocean acidification, we propose to establish this animal model system in Kiel to serve both, groups A1 (Ocean acidification) and B2 (Marine medicine). Initial experiments will focus on identifying stressor induced transcriptome variability, with the primary stressors being temperature and CO2.
Ziel ist die Erarbeitung von Entscheidungshilfen bei der Richtlinienfestsetzung fuer Wasserqualitaetskriterien im marinen Bereich. Anhand von Biotestverfahren sollen Standardmethoden zur oekotoxikologischen Bewertung von Umweltgiften (Rohoel, Detergentien, Schwermetalle) entwickelt werden. Die Testobjekte erfassen repraesentative Gruppen mariner und aestuariner Fische, Muscheln, Garnelen, Seeigel, Hydroiden, Organismen, deren Auswahl vorrangig nach ihrer subletalen Sensibilitaet erfolgt, wobei kombinierte Freiland- und Laboruntersuchungen (reziproke Biotests) den methodischen Schwerpunkt bilden.
Untersuchungen ueber Art und Ausmass der Belastung des Menschen und seiner Umwelt durch Immissionen von Schadstoffen. Es soll ermittelt werden, ob sich der Screeningtest mit Seeigelembryonen als Modell fuer schnelle Toxizitaets- und evtl. Carcinogenitaetsuntersuchungen eignet.
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