The identification of different sources of the carbonaceous aerosol (organics and black carbon) was investigated at a mountain forest site located in central Germany from September to October 2010 to characterize incoming air masses during the Hill Cap Cloud Thuringia 2010 (HCCT-2010) experiment. The near-PM1 chemical composition, as measured by a high-resolution time-of-flight aerosol mass spectrometer (HR-ToF-AMS), was dominated by organic aerosol (OA; 41%) followed by sulfate (19%) and nitrate (18%). Source apportionment of the OA fraction was performed using the multilinear engine (ME-2) approach, resulting in the identification of the following five factors: hydrocarbon-like OA (HOA; 3% of OA mass), biomass burning OA (BBOA; 13%), semi-volatile-like OA (SV-OOA; 19%), and two oxygenated OA (OOA) factors. The more oxidized OOA (MO-OOA, 28%) was interpreted as being influenced by aged, polluted continental air masses, whereas the less oxidized OOA (LO-OOA, 37%) was found to be more linked to aged biogenic sources. Equivalent black carbon (eBC), measured by a multi-angle absorption photometer (MAAP) represented 10% of the total particulate matter (PM). The eBC was clearly associated with HOA, BBOA, and MO-OOA factors (all together R2=0.83). Therefore, eBC's contribution to each factor was achieved using a multi-linear regression model. More than half of the eBC (52%) was associated with long-range transport (i.e., MO-OOA), whereas liquid fuel eBC (35%) and biomass burning eBC (13%) were associated with local emissions, leading to a complete apportionment of the carbonaceous aerosol. The separation between local and transported eBC was well supported by the mass size distribution of elemental carbon (EC) from Berner impactor samples. Air masses with the strongest marine influence, based on back trajectory analysis, corresponded with a low particle mass concentration (6.4-7.5 (my)g m-3) and organic fraction (~30%). However, they also had the largest contribution of primary OA (HOA ~ 4% and BBOA 15%-20%), which was associated with local emissions. Continental air masses had the highest mass concentration (11.4-12.6 (my)g m-3), and a larger fraction of oxygenated OA (~45%) indicated highly processed OA. The present results emphasize the key role played by long-range transport processes not only in the OA fraction but also in the eBC mass concentration and the importance of improving our knowledge on the identification of eBC sources. © Author(s) 202
Elemental Carbon (EC) has a significant impact on human health and climate change. In order to evaluate the size segregation of EC emission in the EUCAARI inventory and investigate its influence on the simulation of EC long-range transportation in Europe, we used the fully coupled online Weather Research and Forecasting/Chemistry model (WRF-Chem) at a resolution of 2 km focusing on a region in Germany, in conjunction with a high-resolution EC emission inventory. The ground meteorology conditions, vertical structure and wind pattern were well reproduced by the model. The simulations of particle number and/or mass size distributions were evaluated with observations at the central European background site Melpitz. The fine mode particle concentration was reasonably well simulated, but the coarse mode was substantially overestimated by the model mainly due to the plume with high EC concentration in coarse mode emitted by a nearby point source. The comparisons between simulated EC and Multi-angle Absorption Photometers (MAAP) measurements at Melpitz, Leipzig-TROPOS and Bösel indicated that the coarse mode EC (ECc) emitted from the nearby point sources might be overestimated by a factor of 2-10. The fraction of ECc was overestimated in the emission inventory by about 10-30 % for Russia and 5-10 % for Eastern Europe (e.g., Poland and Belarus). This incorrect size-dependent EC emission results in a shorter atmospheric life time of EC particles and inhibits the long-range transport of EC. A case study showed that this effect caused an underestimation of 20-40 % in the EC mass concentration in Germany under eastern wind pattern.Quelle: http://www.atmos-chem-phys.net
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Bewertung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Ostsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Ostsee, in den Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sollten innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort stattfinden. Als Vegetationsperiode sind für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns die Monate Mai bis September definiert, in der die relevanten Stationen bezüglich der für die Bewertung notwendigen Messgrößen monatlich beprobt werden, so dass fünf Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Die Chlorophyll-a-Konzentrationen werden über diesen Zeitraum hinaus je nach Station monatlich bzw. insgesamt zehnmal pro Jahr bestimmt. Die Untersuchungen der Phytoplanktongemeinschaften erfolgt außerhalb der Vegetationsperiode zusätzlich einmal im zeitigen Frühjahr (ab März) und noch einmal im Herbst. Ein Teil der Wasserkörper wird für das Phytoplankton jährlich beprobt, der andere Teil im Zweijahresrhythmus. Für die Ostseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen B3 und B4 zehn- bis zwölfmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns sind insgesamt 21 Wasserkörper ausgewiesen. Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Lage der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder an einer Mole von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene PSchöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag anreichern. Diese Filter werden in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik (Abbildung 1). Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Analyse erfolgt nach der Vorschrift von HELCOM (2015) , bei der für alle dominanten Taxa mindestens je 50 und insgesamt über 500 Einheiten erfasst werden sollen. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12) und der im gesamten HELCOM-Raum genutzten Taxaliste der Phytoplankton Expertengruppe (PEG) in der jeweils aktuellsten Fassung. Durch die Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm bzw. der PEG-Liste für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst (HELCOM Taxaliste PEG), denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt ( HELCOM 2015 , DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975)). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Erhebung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Nordsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Nordsee, in den einzelnen Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sind innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort durchzuführen. Als Vegetationsperiode sind für die niedersächsischen Küstengewässer die Monate März bis September definiert, in der die relevanten Stationen wöchentlich, 14-tägig jedoch mindestens einmal monatlich beprobt werden, so dass wenigstens sieben Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Einen Überblick über das Phytoplankton-Monitoring in den Küstengewässern Niedersachsens (Stand 2013) gibt Abbildung 1. Für die Nordseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode ebenfalls zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen N1 und N2 je neun- bis zehnmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Abbildung 1 zeigt das Überwachungsnetz des NLWKN für Niedersachsen. Abb. 1: Phytoplankton-Überwachung in den Übergangs- und Küstengewässern Niedersachsens (Quelle: NLWKN 2013). Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Position der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern, was in den Küstengewässern der Nordsee die Regel darstellt, genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene Schöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag, dem „Filterkuchen“, anreichern. Diese Filter werden mit dem Filterkuchen in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik. Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer (Abbildung 1) angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops (Abbildung 2) ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12). Durch diese Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst, denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt (DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Wertstoffe aus Klärschlamm: Umsetzung der Klärschlammverordnung Nach Einführung der Klärschlammverordnung im Jahr 2017 stellten sich zum Phosphatrecycling einige Fragen, etwa zum Potenzial rückgewinnbarer Nährstoffe aus Klärschlamm, die die neuen Vorschriften nicht ausreichend regelten. Eine Studie des UBA beantwortet diese Fragen und gibt Hinweise zu analytischen Methoden und Untersuchungsintervallen für die Klärschlammuntersuchung. Nährstoffpotenziale kommunaler Klärschlämme Als ein Ziel der Studie „ExtraWERT“ sollten die Potenziale an Wertstoffen ermittelt werden, welche durch die neue Rechtslage – insbesondere im Zuge der Umsetzung der Klärschlammverordnung (AbfKlärV) von 2017 – erfasst werden. Auch nicht genutzte Potenziale waren aufzuzeigen. Grundsätzlich sollen alle in Abwässern enthaltenen Nährstoffe umfassend zurückgewonnen werden, um so wertvolle Rohstoffe für die Düngerproduktion zu gewinnen. Dazu wurden die Abwasser- bzw. Klärschlammströme aus kommunalen, industriellen und gemischten Abwassereinleitungen betrachtet, relevante Stoffströme quantitativ erfasst und Wertstoffe, deren Rückholung sinnvoll sein könnte, identifiziert. Insbesondere Phosphor (P) wurde genauer untersucht, um Rückgewinnungsmöglichkeiten und -potenziale zu erfassen. Berechnungen für das Jahr 2016 ergaben, dass in kommunalen Klärschlämmen rund 54.000 Tonnen Phosphor enthalten sind. Die Umsetzung der Vorgaben der Klärschlammverordnung von 2017 wird zu einer deutlichen Steigerung der Phosphorrückgewinnung aus Klärschlamm im Vergleich zur derzeitigen bodenbezogenen Verwertung führen: Erwartet werden 65 Prozent Phosphor-Recycling im Jahr 2029, ausgehend von nur 20 Prozent im Jahr 2016. Daraus könnten 38 Prozent des in Deutschland für Mineraldünger benötigten Phosphors gedeckt werden. Die Anteile anderer Nährstoffe in kommunalen Klärschlämmen sind vergleichsweise gering und liegen im niedrigen einstelligen Prozentbereich. Verluste, die durch die neuen gesetzlichen Regelungen, vor allem durch die steigende thermische Behandlung entstehen, sind als eher gering einzustufen. Wertstoffe in industriellen Abwässern Die Wertstoffpotenziale im Abwasser der Industriebranchen sind aufgrund der unzureichenden Datenlage kaum belastbar zu quantifizieren. Potenziale in Abwässern der Lebensmittelindustrie sind erkennbar, aber aufgrund der Heterogenität innerhalb der Branche schwer konkret zu beziffern. Die Studie kam zu dem Ergebnis, dass bestehende Potenziale in industriellen Abwässern durchaus besser genutzt werden könnten. Gesetzliche Regelungen können in der AbfKlärV nur für solche Abwässer getroffen werden, die zusammen mit kommunalem Abwasser behandelt werden. Der Absatz industrieller Klärschlämme direkt in der Landwirtschaft (vorwiegend über die Bioabfallverordnung) wird, vor allem wegen der Verschärfung des Düngerechts, merklich schwieriger. In Einzelfällen werden bereits Nährstoffe gezielt rückgewonnen (insbesondere mittels Struvitfällung), welche dann als Dünger eingesetzt werden können. Fragen aus dem Vollzug der Klärschlammverordnung Von der Phosphor-Rückgewinnungspflicht ausgenommen sind Abwasserbehandlungsanlagen, deren Klärschlamm weniger als 20 Gramm Phosphor pro Kilogramm Trockenmasse (TM) enthält. Dies sicher festzustellen wird insbesondere durch zum Teil erhebliche Schwankungen im Jahresverlauf erschwert. In dieser Studie sollten vor allem solche Schlämme analysiert werden, die um die für die Phosphor-Rückgewinnung ausschlaggebende Grenze von 20 Gramm pro Kilogramm liegen. Die Untersuchungen an neun kommunalen Klärschlämmen zeigen, dass die Phosphor-Schwankungen im Jahresverlauf nicht zu unterschätzen sind (Schwankungsbreite 4 bis 13 Prozent). Einige Schlämme weisen Messwerte auf, die deutlich oberhalb und unterhalb der Rückgewinnungsgrenze liegen. Klärschlämme, vor allem solche im Grenzbereich 18 bis 22 Gramm Phosphor pro Kilogramm Trockenmasse, sollten daher in vorgegebenen zeitlichen Abständen beprobt werden, um eine Unterschreitung der 20 Gramm pro Kilogramm verlässlich feststellen zu können (z. B. monatlich mit Überschreitungsmöglichkeit in 3 von 12 Fällen). Auch die Zuverlässigkeit der verschiedenen gemäß AbfKlärV zulässigen Analysemethoden zur Untersuchung des Phosphor-Gehalts im Klärschlamm und der dazugehörigen Aufschlussverfahren wurden im Vorhaben untersucht. Die Bundesanstalt für Materialforschung und -prüfung (BAM) organisierte zudem einen Ringversuch, in dem die Methoden zusätzlich von akkreditierten Laboren angewandt wurden, um Messunterschiede verschiedener Laboratorien darzustellen. Die Verfahren zur Phosphor-Bestimmung wurden an 15 Klärschlämmen durchgeführt. Die Untersuchungen liefern signifikant unterschiedliche Ergebnisse, die jedoch keine Methode als klar unzulänglich identifizieren lassen. Photometrie und ICP-MS ergeben grundsätzlich niedrigere Messergebnisse als ICP-OES, und Rückflussaufschlüsse niedrigere Ergebnisse als Mikrowellenaufschlüsse. Im Ringversuch mit insgesamt 28 Laboren an einem Klärschlamm bestätigte sich dieser Befund. Signifikant niedrigere Messwerte wurden hier lediglich für die Kombination Photometrie/Rückfluss im Vergleich zur ICP-OES und ICP-MS nach Mikrowellenaufschluss festgestellt. Die Photometrie ist in der Praxis kaum noch relevant. Aus den Untersuchungsergebnissen heraus kann zur Phosphor-Analytik in Klärschlamm der Königswasseraufschluss in der Mikrowelle in Kombination mit der Phosphor-Bestimmung an der ICP-OES empfohlen werden.
Die MAX PRÜSS entspricht dem Stand der Technik bezüglich Probenahme und Labor und erfüllt alle gültigen Vorschriften aus schiffbaulicher Sicht. Das Schiff ist 33,0 m lang und 7,6 m breit. An Laborfläche stehen auf dem Schiff 27 m 2 zur Verfügung, der Multifunktionsraum ist 19 m 2 groß, die vier Kabinen haben jeweils eine Größe von 6 m 2 und die Küche ist 9 m 2 groß. Darüber hinaus verfügt das Schiff über eine Messe sowie 2 separate Bäder mit Dusche und WC für die Besatzung und das Probenahmepersonal. Der Bug der MAX PRÜSS ist als überragendes Deck ("Flugzeugträgerdeck") ausgestaltet, um ausreichend Arbeitsfläche zu bieten. Das Schiff ist so ausgelegt, dass es die Zonen 2, 3, Rhein und 4 gemäß Rheinschifffahrtsuntersuchungsordnung (RheinSchUO) und Binnenschifffahrtsuntersuchungsordnung (BinSchUO) befahren kann. Der Multifunktionsraum bietet der Besatzung und den Besuchern Gelegenheit zum Informationsaustausch und das Gästebuch vermittelt eine Übersicht darüber, welche Besucher sich bereits einen unmittelbaren Eindruck von der Gewässerüberwachung an Bord verschafft haben. Max Prüss im Einsatz auf dem Rhein, Foto: LANUV/Fachbereich 63 Steuerpult der Max Prüss, Foto: LANUV/Fachbereich 63 Laborseitig verfügt das Schiff über Geräte für die Probenahme von Wasser, Schwebstoffen und Sediment sowie eine moderne Messstrecke mit Sensoren zur kontinuierlichen Bestimmung verschiedener Messgrössen. Ebenso befindet sich an Bord ein Photometer zur Bestimmung von Nährstoffen, ein Mikroskop mit Videokamera für biologische Untersuchungen und ein Leuchtbakterientest zur ersten Abschätzung evtl. vorhandener toxischer Wasserinhaltsstoffe. Somit kann die MAX PRÜSS bei Schadensfällen auf dem RHein zur wasserseitigen Probenahme eingesetzt werden und ist Teil der staatlichen Gewässerüberwachung in Nordrhein-Westfalen. Sie sorgt auf den Bundeswasserstrassen bereits durch ihre Präsenz dafür, dass die Gewässerbenutzer sich regelgerecht verhalten. Generalplan Technische Daten Eigentümer: Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz NRW Heimathafen: Essen Bauwerft: Deutsche Binnenwerften GmbH, Werft Genthin; Bau NR. 152 Kiellegung: September 1998 Stapellauf: 07.04.1999 Ablieferung: 07.05.1999 Hauptabmessungen: Länge über Alles: 33,00 Meter Breite über Alles: 7,57 Meter Seitenhöhe: 2,10 Meter Tiefgang: 1,10 Meter Maschinenanlage: Antriebsleistung: 2 x 250 kW (340 PS) Antrieb: konventionell 2 Schiffs-Diesel-Motoren; Typ D 2866 LXE 43 Zylinderzahl: 6 Drehzahl: 1800 U pm Kühlung: Wasserkühlung Anlassung: elektrisch; 24 V, 2-polig 2 Schiffs-Wendeuntersetzungsgetriebe Typ: WAF 143L Untersetzung: 3,522 2 Propeller Durchmesser: 1000 mm Geschwindigkeit: 20 km/h
Das Projekt "Elementarer Kohlenstoff (EC) in Feinstaubproben bis 2,5 mym und bis 10 mym Durchmesser" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität München, Institut und Poliklinik für Arbeits- und Umweltmedizin durchgeführt. Ziel: Es soll der Anteil des cancerogenen elementaren Kohlenstoffs in Staubproben PM1,0, PM2,5 und PM10 quantitativ bestimmt werden, um abzuschätzen, welchen Anteil der lungengängige EC kleiner als 1,0 mym bzw. kleiner als 2,5 mym an der Gesamtemission des durch den Kfz Verkehr emittierten an Partikel gebundenen EC beträgt. Partikel über 10 mym gelten als wesentlich weniger gesundheitsgefährlich, da sie bereits in den oberen Atemwegen wieder abgeschieden werden. Gleichzeitig soll der Zusammenhang des coulometrisch EC-Bestimmungsverfahren mit der wesentlich kostengünstigeren 'black smog' Methode untersucht werden. Methodik: In Zusammenarbeit mit dem Bayerischen Landesamt für Umweltschutz wurde in belasteten (München, Augsburg) und unbelasteten (Zugspitze, Tiefenbach) Gegenden der elementare Kohlenstoff (EC) in 1.500 Schwebstaubproben PM1,0, PM2,5 und PM10 bestimmt. Für die Vorbereitung der Glasfaserfilter, die Probenahmen in Bayern und die Wägung der Filter vor und nach Exposition war das LfU verantwortlich. Die coulometrische Bestimmung des Kohlenstoffs nach der VDI Richtlinie 2465, Blatt 1 und die photometrische Bestimmung des elementaren Kohlenstoffs nach der Black-Smog-Methode wurden vom Institut und Poliklinik für Arbeits- und Umweltmedizin in München durchgeführt. Ergebnisse: Die Auswertung der Staub- und EC Messungen liegen noch nicht vor.
Das Projekt "Geraet fuer die Feststellung von Quecksilber bei der kontinuierlichen Ueberwachung von Emissionen" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von VEREWA Mess- und Regeltechnik durchgeführt. Objective: The project is to develop, manufacture, and test a sampling and measuring device for the continuous determination of mercury and its compounds in the flue gas of incineration plants. In addition, the sampling device will be capable of collecting other heavy metals, such as arsenic, cadmium, chromium, lead, copper, manganese, and nickel. Mercury will be determined photo metrically. The detection limit for Hg is approximately 2 mug/m3. The tests will take place in the industrial environment of a municipal waste incineration plant. The basic principle of the device has been patented. General Information: Mercury (Hg) and its compounds are highly toxic chemicals; emissions from plants, such as waste incinerators, should be prevented as far as possible. Typically, filters are used in order to remove the remaining emissions; for new municipal refuse incineration plants, the EC Directive 89/369 limits Hg emissions after the filters to 200 mug/m3. A device for the continuous control of Hg has been recently developed by the Essen-based VEREWA MESS- UND REGELTECHNIK GMBH. The EC Commission assisted the development and testing of an industrial-environment measuring device at 50 per cent of the project costs. The Hg measuring device consists of a sampling and the measuring part proper. The isokinetic sampling device is capable of sampling not only Hg but other heavy metals as well, such as Cu, Ni, Zn, Sn, Sb, Ba, Pb, Mn. The average Hg retrieval statistics is approximately 93 per cent. The measuring device proper determines the Hg concentration in the dried flue gas by UV AA photometry, the detection limit is approximately 2 mug/m3. The measuring device may be calibrated at any time, allowing for the check of the zero and reference points and of the linearity of the device. Idle time between each taking is in the range of ms; the measured values are shown on the monitor every 2 seconds; the measuring protocols may average the values to convenience. Overall standard deviations are approximately 5 per cent; thus, the device can be used for process control. Further extensions of the measuring device are possible to allow for the determination of heavy metals other than Hg as well. The device has been successfully tested and optimized for several months in the heavy-duty industrial environment of the flue gas stack of a municipal waste incineration plant. Working entirely automatically, the device meets the need for a reference device for the control of emissions from refuse incinerators, as stipulated by the EC Directive 89/369. Achievements: A device for the continuous control mercury has been recently developed. The measuring device consists of a sampling part and the measuring part proper. The isokinetic sampling device is capable of sampling not only mercury but other heavy metals as well, such as copper, nickel, zinc, tin, antimony, barium, lead and manganese. The average mercury retrieval is approximately 93 per cent...
Das Projekt "Teilprojekt 3" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von DVGW Deutscher Verein des Gas- und Wasserfaches e.V. - Technisch-wissenschaftlicher Verein - Technologiezentrum Wasser (TZW) durchgeführt. Die Zielsetzung des Projektes ist die Produktentwicklung eines effizienten und kostengünstigen Filtermaterials zur selektiven Entfernung von Cr(ges) und Cr(VI), das Vorteile gegenüber den bestehenden Verfahren bietet. Hierzu werden im Vorhaben mit Chromat belastete Grundwässer und Industrieabwässer mit den entwickelten Filtermaterialien behandelt. Dies soll die Emission von Chromat in die Umwelt und die Chromatbelastung von für die Trinkwassergewinnung genutzter Grundwässer effektiv reduzieren. Für dieses Ziel werden die Randbedingungen definiert, die Materialien für den Labormaßstab hergestellt und in Kleinfilteranlagen getestet. Die Eliminierungsleistung des Chromats wird analytisch überprüft. Anschließend werden Filterversuche mit geeignetem Material im Technikumsmaßstab durchgeführt. Die Bewertung der Übertragbarkeit der Versuchsergebnisse auf die Praxis sowie der Vergleich zu bestehenden Verfahren runden die Projektarbeiten ab. Das TZW ist in diesem Vorhaben mit folgenden Teilarbeitspaketen beteiligt: AP 3.1: Zu Projektbeginn wird die vorhandene Chromat-Analytik auf die im Projekt eingesetzten Wassermatrices angepasst. Weiterhin werden zur IC-ICP-MS-Analytik Alternativmethoden hausintern und für die Projektpartner erarbeitet (IC-PCR oder IC-UV-Absorption). Prinzipielle Untersuchungen zur Probenstabilität und zu Störfaktoren in den untersuchten Wässern runden AP3.1 ab. AP3.2: Das TZW führt die begleitende Analytik bei den Versuchen zur Chromatentfernung durch. Dies umfasst die Analyse von Industrieabwässern, sowie die Methodenweitergabe zu anderen Projektpartnern. Weiterhin werden Laborvergleichsuntersuchungen und Analysen weiterer Parameter in den Wasserproben durchgeführt. AP 3.3: Auf Grundlage des photometrischen Nachweisverfahrens per 1,5-Diphenylcarbazid soll ein vereinfachter und automatisierter Schnelltest für Industrieabwässer aufgebaut werden. Hierzu werden die in der Literatur vorhandenen Konzepte auf die Anforderungen der projektrelevanten Wassermatrices angepasst. Mittels eines Funktionsmusters wird die Einsatzfähigkeit des Schnelltests mit realen Industriewässern überprüft.
Das Projekt "Verteilung, Metabolismus und Wirkung von Schadstoffen in vitro und in vivo" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von GSF-Forschungszentrum für Umwelt und Gesundheit, GmbH durchgeführt. Das Potential von n-Heptan, periphere Polyneuropathien zu verursachen, wurde durch den Vergleich mit dem bekannten Potential von n-Hexan abgeschätzt. Als Maß für die neurotoxische Wirkung der beiden Kohlenwasserstoffe wurde die Ausscheidung der neurotoxischen Metaboliten, der gamma-Diketone 2,5-Heptandion und 2,5-Hexandion, im Urin herangezogen. Letztere reflektiert die Belastung des Organismus mit diesen Metaboliten. Zur Untersuchung der Ausscheidung der gamma-Diketone im Urin nach Exposition gegen n-Heptan bzw. n-Hexan wurden freiwillige Probanden gegen konstante Konzentrationen dieser Kohlenwasserstoffe (100-500 ppm n-Heptan, 4 h; 100-300 ppm n-Hexan, 2-4 h) exponiert. Die Ausscheidung der gamma-Diketone im Urin korrelierte linear mit der Expositionsbelastung (Konzentration x Zeit). Es wurde deutlich weniger 2,5-Heptandion nach n-Heptanexposition als 2,5-Hexandion nach n-Hexanexposition im Urin ausgeschieden. Bei Expositionsbedingungen entsprechend den derzeitigen MAK-Werten 500 ppm für n-Heptan und 50 ppm für n-Hexan wird 4,4 mal weniger 2,5-Heptandion im Urin ausgeschieden als 2,5-Hexandion. Die neurotoxischen Potentiale der gamma-Diketone selbst sind abhängig von ihren Reaktionsgeschwindigkeiten mit primären Aminen zu Pyrrolen. Deshalb wurden diese Reaktionsgeschwindigkeiten mit einem photometrischen Test in vitro bestimmt und miteinander verglichen: Die Reaktionsgeschwindigkeit von 2,5-Heptandion mit dem als Reaktionspartner gewählten Amin N alpha-Acetyl-L-lysin war halb so groß wie die der Reaktion mit 2,5-Hexandion. Hieraus lässt sich für 2,5-Heptandion ein geringeres neurotoxisches Potential als für 2,5-Hexandion ableiten. Aus der vorliegenden Studie ergibt sich, für n-Heptan eine wesentlich geringere Potenz für periphere Neuropathien als für n-Hexan. Bei Expositionshöhen bis 300 ppm ist bei gleicher Expositionshöhe und -dauer das neurotoxische Risiko von n-Heptan mindestens 40mal kleiner als das von n-Hexan. Beim Einhalten der derzeitigen MAK-Werte von 500 ppm für n-Heptan und 50 ppm für n-Hexan liegt das n-Heptan-Risiko mehr als viermal unter dem von n-Hexan. Somit stellt n-Heptan ein geeignetes Ersatzmittel für n-Hexan dar, wenn das Risiko für periphere Neuropathien als Vergleichsparameter herangezogen wird.
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