Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Bewertung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Ostsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Ostsee, in den Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sollten innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort stattfinden. Als Vegetationsperiode sind für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns die Monate Mai bis September definiert, in der die relevanten Stationen bezüglich der für die Bewertung notwendigen Messgrößen monatlich beprobt werden, so dass fünf Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Die Chlorophyll-a-Konzentrationen werden über diesen Zeitraum hinaus je nach Station monatlich bzw. insgesamt zehnmal pro Jahr bestimmt. Die Untersuchungen der Phytoplanktongemeinschaften erfolgt außerhalb der Vegetationsperiode zusätzlich einmal im zeitigen Frühjahr (ab März) und noch einmal im Herbst. Ein Teil der Wasserkörper wird für das Phytoplankton jährlich beprobt, der andere Teil im Zweijahresrhythmus. Für die Ostseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen B3 und B4 zehn- bis zwölfmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Für die Küstengewässer Mecklenburg-Vorpommerns sind insgesamt 21 Wasserkörper ausgewiesen. Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Lage der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder an einer Mole von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene PSchöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag anreichern. Diese Filter werden in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik (Abbildung 1). Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Analyse erfolgt nach der Vorschrift von HELCOM (2015) , bei der für alle dominanten Taxa mindestens je 50 und insgesamt über 500 Einheiten erfasst werden sollen. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12) und der im gesamten HELCOM-Raum genutzten Taxaliste der Phytoplankton Expertengruppe (PEG) in der jeweils aktuellsten Fassung. Durch die Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm bzw. der PEG-Liste für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst (HELCOM Taxaliste PEG), denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt ( HELCOM 2015 , DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975)). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Zur Umsetzung der WRRL wurde für die Erhebung der Qualitätskomponente Phytoplankton in den Küstengewässern der Nordsee keine separate Vorschrift für Probennahme und -auswertung erstellt. Stattdessen werden bereits existierende DIN-Normen und Handlungsanweisungen verwendet. Diese gelten zwar grundsätzlich für alle Küstengewässer der Nordsee, in den einzelnen Bundesländern unterscheidet sich aber deren Anwendung bzw. Umsetzung. Aufgrund der hohen saisonalen Variabilität in Artenzusammensetzung und Biomasse ist für das Phytoplankton eine ein- oder zweimalige Beprobung im Jahr nicht ausreichend, um eine gesicherte Bewertung vornehmen zu können. Deshalb sind innerhalb der Vegetationsperiode häufigere Probenahmen je Standort durchzuführen. Als Vegetationsperiode sind für die niedersächsischen Küstengewässer die Monate März bis September definiert, in der die relevanten Stationen wöchentlich, 14-tägig jedoch mindestens einmal monatlich beprobt werden, so dass wenigstens sieben Datenpunkte für die spätere Bewertung vorhanden sind. Einen Überblick über das Phytoplankton-Monitoring in den Küstengewässern Niedersachsens (Stand 2013) gibt Abbildung 1. Für die Nordseeküste Schleswig-Holsteins wurde die Vegetationsperiode ebenfalls zwischen März/April und September festgelegt. Bis zu acht Stationen werden für die Typen N1 und N2 je neun- bis zehnmal pro Jahr beprobt. Die Anzahl der Stationen liegt nicht gleichmäßig fest, da regelmäßig Anpassungen des Überwachungsprogramms durchgeführt werden. Die regelmäßig zu beprobenden Standorte in den Küstengewässern werden von den zuständigen Landesbehörden festgelegt. Die Positionen sind dabei so gewählt, dass sie repräsentativ die unterschiedlichen Wasserkörpertypen abdecken. Abbildung 1 zeigt das Überwachungsnetz des NLWKN für Niedersachsen. Abb. 1: Phytoplankton-Überwachung in den Übergangs- und Küstengewässern Niedersachsens (Quelle: NLWKN 2013). Die Beprobungen für das Phytoplankton werden je nach Position der Stationen mit Schiffen, mit gecharterten Helikoptern oder von Land aus durchgeführt. In der Regel werden physikochemische Begleitparameter (Temperatur, Salinität, pH-Wert etc.) ebenfalls erfasst sowie Proben für die chemische Analytik (Nährstoffe) genommen. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Trichter 100-ml-Klarglasflaschen mit Schraubverschluss und Dichtung Lugol’sche Lösung Pipette Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Die Entnahme der Proben für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons sollte bei geschichteten Wasserkörpern grundsätzlich integrierend über die euphotische (lichtdurchflutete) Zone erfolgen. Dazu sind Integralschöpfer geeignet, die kontinuierlich über die beprobte Tiefe Wasser entnehmen und so eine Mischprobe erzeugen. Eine solche Probe kann auch gewonnen werden, in dem aus verschiedenen Tiefen einzeln entnommene Wasservolumina gleicher Größe anschließend vereinigt werden. In nicht geschichteten Wasserkörpern, was in den Küstengewässern der Nordsee die Regel darstellt, genügt eine einmalige oberflächennahe Beprobung im Bereich bis zu 1 m Tiefe mit einem einfachen Wasserschöpfer oder Eimer. Für die späteren mikroskopischen Analysen im Labor wird aus der gut durchmischten Probe eine Unterprobe in eine 100-ml-Klarglasflasche gefüllt. Zur Fixierung der Organismen erfolgt die Zugabe von Lugol’scher Lösung (ca. 1 ml pro 100 ml Probe). Anschließend lagern die Flaschen gekühlt und dunkel bis zur Auswertung. Für die Gewinnung der Proben zur späteren Bestimmung des Chlorophyll-a-Gehaltes wird die gleiche Integral- bzw. oberflächennah genommene Schöpfprobe wie zum Abfüllen der Flaschen für die qualitative und quantitative Analyse des Phytoplanktons genutzt. Für die Probenahme vor Ort ist folgende Ausrüstung notwendig: Kühltasche/-box mit Kühlelementen Eimer mit Seil oder (Integral)Wasserschöpfer Messbecher/Messzylinder (1 l) Glasfaserfilter GF/F Filtrationseinrichtung Vakuumpumpe (wenn Stromanschluss vorhanden) oder Handpumpe Pinzette Petrischalen oder Zentrifugenröhrchen Alufolie Spritzflasche mit Aqua dest. Fließpapier (Küchenrolle) oder Handtuch Probenkanister (5 l) Protokollbuch oder Formular Ein definiertes Volumen der gut durchmischten Unterprobe wird mit geringem Unterdruck über GF/F-Glasfaserfilter gesaugt, so dass sich die im Wasser enthaltenen Partikel (darunter auch das Phytoplankton) auf dem Filter zu einem gut gefärbten sichtbaren Belag, dem „Filterkuchen“, anreichern. Diese Filter werden mit dem Filterkuchen in ein adäquates Gefäß (Petrischale oder Zentrifugenröhrchen) gegeben, das zum Schutz vor einfallendem Licht mit Alufolie umhüllt und tiefgefroren wird. Die so behandelten Proben lagern dann bis zur späteren Messung im Labor. Die Quantifizierung der unterschiedlichen Algentaxa hinsichtlich ihrer Abundanz (Anzahl von Individuen pro Volumeneinheit) erfolgt mit Hilfe der Inversmikroskopie-Technik. Für die Analytik werden die folgenden Materialien benötigt: Inversmikroskop (umgekehrtes Mikroskop) mit Okularzählstreifen und -mikrometerskala Sedimentationskammern unterschiedlichen Volumens Zählsoftware oder Zählprotokoll Je nach erwarteter Dichte des Phytoplanktons (einen Hinweis darauf gibt die Chlorophyll-a-Konzentration) wird eine gut durchmischte Probe direkt aus den Probenflaschen in eine 3-, 5-, 10-, 25-, 50- bzw. 100-ml-Sedimentationskammer (Abbildung 1) angesetzt, je nach Größe mindestens 8 bis 48 Stunden zur Sedimentation waagerecht abgestellt und anschließend mit Hilfe eines umgekehrten Mikroskops (Abbildung 2) ausgewertet. Dabei wird die gesamte Kammerfläche (oder definierte Teilabschnitte bei unterschiedlichen Vergrößerungen) systematisch abgefahren, die gefundenen Phytoplanktonorganismen bestimmt und in ihrer Anzahl erfasst. Die Angabe der Abundanz für jedes Taxon erfolgte schließlich in Zellen bzw. Zähleinheiten (z. B. Fadenstücke definierter Länge, Kolonien etc.) pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man die Gesamtabundanz pro Probe. Die Abschätzung des Biovolumens erfolgt gemäß DIN EN 16695 (2015-12). Durch diese Norm ist jeder Gattung bzw. abweichenden Art ein idealisierter geometrischer Körper zugeordnet. Entweder werden die für die Berechnung des entsprechenden Biovolumens notwendigen Dimensionen bei einer repräsentativen Anzahl von Zellen jeder Art, Gattung oder Gruppe unter dem Mikroskop mittels eines kalibrierten Okularmikrometers vermessen (für notwendige aber im mikroskopischen Bild nicht messbare Dimensionen sind in der Norm für die relevanten Taxa entsprechende Faktoren angegeben), oder jedes Taxon wird in einer adäquaten Anzahl von Größenklassen erfasst, denen entsprechend der zugeordneten Geometrie ein Standardvolumen zugewiesen ist. In beiden Fällen kann in Kombination mit der ermittelten Abundanz das Volumen jedes Taxons in der Probe berechnet werden. Die Angabe erfolgt in µm³ pro Liter. Durch Aufsummieren erhält man das Gesamtbiovolumen pro Probe, das in mm³ pro Liter ausgewiesen wird. Die Ermittlung des Biovolumens erfolgt im gleichen Durchgang wie die Quantifizierung unter dem Inversmikroskop. Die Bestimmung der Chlorophyll-a- und Phaeopigment-Mengen erfolgt grundsätzlich durch Extraktion mit einem Lösungsmittel und anschließende photometrische Bestimmung der Konzentration. Einzelne Schritte in dieser Prozesskette werden von den verantwortlichen Laboratorien jedoch unterschiedlich gehandhabt (DIN 38412-16:1985-12, BLMP 2009b, BLMP 2009c, Lorenzen 1967, Jeffrey & Humphrey 1975). Es sind folgende Materialien notwendig: Ethanol oder Aceton Aqua dest. Wasserbad Homogenisator Zentrifuge oder Filtrationseinrichtung Photometer und zugehörige Küvetten Pinzette Spatel Salzsäure Pipette Protokollbuch oder Formular Die Extraktion des Chlorophyll‑a aus den nach der Probenahme eingefrorenen und später homogenisierten Filtern erfolgt mit 70 °C heißem Ethanol oder mit Aceton. Nach einer bestimmten Extraktionszeit und der Entfernung der Filterreste durch Zentrifugation oder Filtration wird die Extinktion des Überstandes photometrisch bei der für das benutzte Extraktionsmittel spezifischen Wellenlänge des Absorptionsmaximums des Chlorophyll-a gemessen (665 nm für Ethanol, 663 nm für Aceton). Dabei wird das Chlorophyll-a als wichtigstes Photosynthesepigment zunächst als Gesamt-Chlorophyll-a inklusive der Abbauprodukte, der Phaeopigmente, bestimmt. Durch Messung bei 750 nm und Subtraktion dieses Messwertes vom Wert des Absorptionsmaximums wird eine Trübungskorrektur durchgeführt. Es erfolgt anschließend eine erneute Bestimmung der Extinktion nach Ansäuern des Extraktes mit Salzsäure, wodurch das Chlorophyll vollständig in Phaeopigmente überführt wird. Auch für diesen Schritt erfolgt eine Trübungskorrektur. Aus den Extinktionswerten der beiden Messungen (vor und nach der Ansäuerung), dem benutzten Extraktionsvolumen, dem ursprünglich filtrierten Probenvolumen und der Küvettenlänge lassen sich nun die Konzentrationen des aktiven Chlorophyll-a und der Phaeopigmente rechnerisch ermitteln und in µg pro Liter angeben.
Mit der Umweltprobenbank kann die Wissenschaft in die Vergangenheit reisen – und umweltpolitische Fragen von Heute und Morgen klären. Das ist ein Platzhalter für externe Inhalte. Wenn Sie zustimmen, den Inhalt zu laden, wird eine Verbindung zu einem externen Dienstleister hergestellt. "Dauerhaft laden" erstellt einen Cookie, der sich Ihre Auswahl für 14 Tage merkt. Für die Umweltprobenbank sammeln Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler seit den 1980er Jahren in ganz Deutschland Proben von Menschen und der Umwelt, beispielsweise von Vögeln, Pflanzen, Fischen, Muscheln und Rehen. In den 1970er Jahren rief die Bundesregierung eine Gruppe hochrangiger Wissenschaftlerinnen und Wissenschaftler zusammen. In Deutschland entstanden erstmals rechtliche Regelungen, um Menschen und Umwelt vor Schadstoffen zu schützen. Politik und Wissenschaft suchten nach einem Weg, um den Erfolg der neuen Gesetze zu überprüfen. So entstand die Umweltprobenbank. Heute nutzen Umweltfachleute die historischen Proben der Umweltprobenbank vor allem als Beweismaterial, wenn kritische Chemikalien auf dem Prüfstand stehen. Wie auf einer Reise in die Vergangenheit können sie die Belastung von Proben längst zurückliegender Jahre auswerten. Die Ergebnisse zeigen ihnen, ob die Chemikalienbelastung in den Proben der Umweltprobenbank mit der Zeit zu- oder abnimmt. Die Ergebnisse können dann die Verwendung einer Chemikalie in Frage stellen und die Politik zum Handeln auffordern – oder Entwarnung geben. Leitung Administrative und wissenschaftliche Steuerung Sammeln, Archivieren, Charakterisieren Bundesanstalt für Gewässerkunde, Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg, Universität Trier, Fraunhofer-Institut für Molekularbiologie und Angewandte Oekologie, Fraunhofer-Institut für Biomedizinische Technik, Eurofins GfA GmbH Die Umweltprobenbank des Bundes ist ein Archiv. Proben des Menschen und der Umwelt lagern dort bei sehr tiefen Temperaturen. Die Proben der Umweltprobenbank werden so gewonnen, transportiert, aufgearbeitet und gelagert, dass ihre biologische und chemische Information auch über lange Zeiträume konstant bleibt. Umweltproben Umweltfachleute sammeln die Umweltproben in Ökosystemen von ganz Deutschland. Die meisten Proben werden gleich nach der Probenahme in mobilen Laboren präpariert und mittels flüssigem Stickstoff auf -150°C gekühlt. Die Kühlkette wird danach immer eingehalten: die Umweltproben werden bei -150°C in sogenannten Kryomühlen erst vermahlen, dann portioniert und anschließend im Archiv für Umweltproben über Flüssigstickstoff bei ebenfalls -150°C dauerhaft eingelagert. Umweltproben Umweltfachleute sammeln die Umweltproben in Ökosystemen von ganz Deutschland. Die meisten Proben werden gleich nach der Probenahme in mobilen Laboren präpariert und mittels flüssigem Stickstoff auf -150°C gekühlt. Die Kühlkette wird danach immer eingehalten: die Umweltproben werden bei -150°C in sogenannten Kryomühlen erst vermahlen, dann portioniert und anschließend im Archiv für Umweltproben über Flüssigstickstoff bei ebenfalls -150°C dauerhaft eingelagert. Das ist ein Platzhalter für externe Inhalte. Wenn Sie zustimmen, den Inhalt zu laden, wird eine Verbindung zu einem externen Dienstleister hergestellt. "Dauerhaft laden" erstellt einen Cookie, der sich Ihre Auswahl für 14 Tage merkt. Wie gelangt die Probe ins Archiv? Humanproben Die Humanproben werden von Fachleuten unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Die Proben des Menschen werden - anders als die Umweltproben - einzeln aufgearbeitet und gelagert. Vollblut, Blutplasma und 24h-Urinproben werden bereits unmittelbar nach der Abnahme portioniert. Anschließend kommen die Proben in einen Tank, der auf -150°C gekühlt ist, und werden in das Archiv für Humanproben gebracht. Humanproben Die Humanproben werden von Fachleuten unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Die Proben des Menschen werden - anders als die Umweltproben - einzeln aufgearbeitet und gelagert. Vollblut, Blutplasma und 24h-Urinproben werden bereits unmittelbar nach der Abnahme portioniert. Anschließend kommen die Proben in einen Tank, der auf -150°C gekühlt ist, und werden in das Archiv für Humanproben gebracht. Die Probenahmegebiete sind so ausgewählt, dass sie den Zustand der Umwelt in Deutschland möglichst genau abbilden und gleichzeitig die Einflüsse des Menschen auf die Umwelt zeigen. Deshalb werden Proben sowohl in der Nähe von Städten als auch in Nationalparks gesammelt, oder an unterschiedlichen Stellen der großen Flüsse Elbe, Rhein und Donau. Für die Umweltproben werden in 14 Gebieten insgesamt 15 Probenarten von Tieren und Pflanzen gesammelt. Zu diesen typischen deutschen Ökosystemen zählen neben Nord- und Ostseeküste auch Flüsse und Seen, landwirtschaftlich genutzte Gebiete, bewirtschaftete und weniger genutzte Wälder sowie Städte. Fischer fangen Brassen mit Netzen oder Angeln im Rhein, Elbe, Donau und ausgewählten Zuläufen. Pappelblätter werden im Herbst in den Ballungsräumen Saarbrücken und Halle-Leipzig gesammelt. Dreikantmuscheln wachsen ein Jahr in den Gewässern und werden dann für die Umweltprobenbank geerntet. Die Fangzeit für Aalmuttern ist im Frühsommer an den Küsten der Nord- und Ostsee. Die Buchenblätter stammen aus Forsten, Landwirtschafts- und Hintergrundgebieten. Rehe geben Hinweise auf die Belastung der terrestrischen Ökosysteme und der menschlichen Nahrung. Die Sprosse von Nadelbäumen, wie hier die Fichte, werden im Frühjahr für die Umweltprobenbank beprobt. Miesmuscheln stammen aus den Wattenmeeren in der Nordsee und der Vorpommersche Boddenlandschaft in der Ostsee. Die Proben der Regenwürmer stammen aus Ballungsräumen sowie aus landwirtschaftlich geprägten Gebieten. Die Eier der Silbermöwe stammen von Kolonien auf den Vogelschutzinseln Mellum und Trischen in der Nordsee sowie Heuwiese in der Ostsee. Schwebstoffe ergänzen Fische und Muscheln als dritte Umweltprobe aus den Binnengewässern. Die Humanproben stammen von je 120 Studierenden im Alter von 20 bis 29 Jahren aus Münster, Halle (Saale), Greifswald und Ulm. Für die Humanproben werden einmal jährlich Blut und Blutplasma sowie 24h-Urin gesammelt. Neben den Proben werden auch Metadaten erfasst – zum Beispiel ob die Teilnehmenden in der Stadt oder auf dem Land leben und wie sie sich ernähren. Ein Teil des Blutes wird durch Zentrifugation zu Blutplasma verarbeitet. Bei der Probenahme werden circa 150 mL Blut unter ärztlicher Aufsicht entnommen. Zusammen mit dem 24-h Urin werden alle Proben bei -150 °C gelagert. (Schad)Stoffe kennen keine Grenzen. Regelungen der Chemikaliensicherheit gehen meist auf die Initiative mehrerer Staaten oder internationaler Abkommen zurück. Umweltprobenbanken können das Chemikalienmonitoring mit retrospektiven Untersuchungen unterstützen. Je mehr Umweltprobenbanken sich an solchen Untersuchungen beteiligen, desto aussagekräftiger wird das Bild der globalen chemischen Belastung. Für den internationalen Umweltschutz ist es wichtig, dass Umweltprobenbanken zusammen arbeiten. Die Verwendung von Quecksilber beispielsweise, aber auch einer Reihe organischer Chemikalien wie DDT oder bromierte Flammschutzmittel sind mittlerweile in vielen Ländern verboten. Umweltprobenbanken können zeigen, ob die Chemikalienpolitik funktioniert und die Stoffbelastung wirklich weltweit zurückgeht. Dafür ist es sinnvoll, Belastungsdaten für Mensch und Umwelt zu verknüpfen und die Umweltprobenbank-Idee dort zu fördern, wo es sie bislang nicht gibt, beispielsweise in Entwicklungsländern. Weitere Infos auf der Website der Umweltprobenbank Umweltbeobachtung mit Proben von Mensch und Umwelt Schadstoffmonitoring mit Fischen in der Umweltprobenbank Informationsplakat
Das Projekt "Teilprojekt 2" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Gießen, Institut für Pflanzenernährung durchgeführt. Das besondere Ziel in unserem Teilprojekt ist die Untersuchung der Pflanzenverfügbarkeit von Phosphor aus der Asche/Kohle von pyrolisiertem Schweinegülle-Retentat nach einer Güllezentrifugation unter Berücksichtigung der Form der Stickstoffernährung der Pflanzen. Dabei untersuchen wir zunächst die Verbindung in der Asche in der der Phosphor gebunden ist. Die uns bereits vorliegenden Ergebnisse zeigen, dass eine Ammoniumdüngung die Phosphorverfügbarkeit für Mais effizienter gestaltet als eine Nitratdüngung. Dieser Befund verdeutlicht, dass der Phosphor in der Asche/Kohle vom Schweinegülleretentat als tertiäres Ca-Phosphat vorliegen dürfte. In weiteren Untersuchung wollen wir die Bedeutung der Ammoniumernährung für die Verfügbarkeit von pyrolisierten Gülleretentaten überprüfen.
Das Projekt "IBÖ-08: W2RU - Entwicklung einer Waste to Resource Unit" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Institut für Lebensmittel- und Umweltforschung e.V. durchgeführt. Das zu entwickelnde innovative Produkt ist ein modulares Verfahren zur Umwandlung von Lebensmittelabfällen mittels heterotropher Mikroalge zu proteinreicher Biomasse sowie zur Extraktion hochwertiger Chemikalien. Das kompakte und vollautomatisierte Verfahren in Kontainerbauweise soll dezentral zur stofflichen Verwertung von Lebensmittelabfällen im urbanen und ländlichen Raum angewendet werden. Durch wissensbasierte Nutzung und Neukombination von biologischen und technischen Methoden soll eine Anlage mit folgenden Komponenten entwickelt werden: Für die Zerkleinerung der Biomasse soll ein robustes und energieeffizientes Kugelmühlensystem genutzt werden, dass sich bei der Aufarbeitung von pflanzlichem Material bewährt hat. Zur Extraktion von wertvollen Chemikalien, sollen feste Adsorber (z.B. pelletierte oder granulierte Aktivkohle) die wertvollen Stoffe binden. Beladene Adsorber werden entnommen und Einzelstoffe, wie Vitamine, Pigmente, Aromastoffe, Antioxidantien, Polymere und Öle abgetrennt und direkt vermarktet. Die regenerierten Adsorber können erneut eingesetzt werden. Die Rückstände nach der Extraktion werden mit Enzymen, die Proteine, Stärke und Cellulose spalten, verflüssigt und Zucker- sowie Aminosäure-Monomere freigesetzt. Nach Abtrennung des flüssigen Überstandes durch Zentrifugation und thermischer Hygienisierung wird dieser als Nährstoffquelle der Mikroalge Galdieria sulpuraria bereitgestellt. Die Mikroalge nutzt die produzierte Zucker-Aminosäurelösung zum Wachsen und Bilden einer proteinreichen Biomasse, die im Anschluss für die Herstellung einer breiten Palette von Produkten in der Lebens- oder Futtermittelindustrie sowie Chemie genutzt werden kann. Jegliches nicht verwertbares organisches Material kann entsprechend einer kaskadischen Nutzung energetisch genutzt werden. Somit werden mittels der Waste-to-ResourceUnit neben Proteinen und Chemikalien auch Energie bereitgestellt.
Das Projekt "Teilprojekt 1: Karlsruher Institut für Technologie" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Karlsruher Institut für Technologie (KIT), Institut für Nukleare Entsorgung (INE) durchgeführt. In diesem Projekt werden relevante geochemische Aspekte der Rückhaltung von Actiniden sowohl im Tongestein als auch in Salzformationen betrachtet. Grundwässer mit hohen Salzgehalten werden sowohl im Aquifer eines Salzstocks als auch in einer Tonformation gefunden. Mit diesem Hintergrund werden die Schwerpunkte des neuen Projekts auf Untersuchungen der Sorption, Diffusion, Komplexierung und Redoxprozesse von Actiniden bei höheren Ionenstärken und Temperaturen gelegt. Zusätzlich werden Aspekte des Einflusses von Tonorganik (nieder-und makromolekular) und Behälterkorrosionsprodukten auf die Rückhaltung mit einbezogen. Die folgenden Arbeitspakete werden bearbeitet: AP1. Sorptionsuntersuchungen von Cm/Eu und Np/Pu an Opalinuston und Illit. AP2. Diffusionsuntersuchungen von Cm/Eu an kompaktierten Illit und Einfluss hoher Ionenstärken. AP3. Komplexierung von Np(V) mit Propionat, Lactat, Kerogen und Huminstoffen als Funktion der Temperatur (bis 90 Grad Celsius) und Ionenstärke. AP4. Begleitende Redoxreaktionen von Np/Pu mit Ton und Tonorganik. AP5. Stabilität der Tonorganik-Kolloide als Funktion der Ionenstärke. AP6. Einfluss der Boratkomplexierung auf die Löslichkeit von Am/Cm/Eund AP7. Daten für THEREDA aufstellen. Die Untersuchungen werden mit spektroskopische Methoden wie TRLFS, EXAFS, XPS, UV-Vis, und chemischen/elektrochemischen Methoden wie Lösungsmittelextraktion, Kapillarelektrophorese, und physikalische Methoden wie Ultrafiltration und Ultrazentrifugation durchgeführt.
Das Projekt "Lösungs- und Austauschprozesse in der ungesättigten Bodenwasserzone und Auswirkungen auf das Grundwasser der gesättigten Zone" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Karlsruhe (TH), Institut für Petrographie und Geochemie durchgeführt. Die ungesaettigte Bodenwasserzone hat fuer die Qualitaet des Grundwassers eine wichtige Bedeutung. Das Niederschlagswasser nimmt auf der Sickerstrecke Stoffe aus Boden und Untergrund auf, deren Konzentrationen durch Adsorption, Kationenaustausch, Kopraezipitation und durch Loesungsprozesse beeinflusst wird. Es wurde untersucht, ob anorganische Schadstoffe aus dem Boden geloest und, ueber die Bodenloesung, ins Grundwasser transportiert werden oder ob sie im Profil fixiert werden. Zu diesem Zweck wurden neuen Tiefenprofile kontaminierter und unkontaminierter Standorte in Baden-Wuerttemberg untersucht. Die Elementgehalte im Feststoff, sowie in der durch Zentrifugation gewonnenen Bodenloesung wurden analysiert. Aus diesen Daten wurden Faktoren ermittelt, die entlang eines Tiefenprofils zur Anreicherung anorganischer Schadstoffe im Feststoff bzw. in der Bodenloesung fuehren. Beregnungsversuche an Bodensaeulen zeigten, dass organische Verbindungen, Eisen- und Manganoxide und Karbonate den Transport von Schadstoffen ins Grundwasser verhindern koennen. Durch sauren Regen und den dadurch bedingten Abbau dieser Stoffe kann es aber zu einer Gefaehrdung des Grundwassers kommen.
Das Projekt "Gehalte und Verlagerung geloester Stoffe in der ungesaettigten Zone und im oberflaechennahen Grundwasserbereich der Siegaue" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Universität Bonn, Landwirtschaftliche Fakultät, Institut für Bodenkunde durchgeführt. Nach Gewinnung der Bodenloesung durch Saugkerzen, Lehm- und Grundwasserpegel sowie Zentrifugation von Bodenproben werden die Gehalte an Na, K, Mg, Ca, N, P, S, Cl ua sowie an verschiedenen Schwermetallen bestimmt. Die geloesten Stoffe werden in verschiedenen Bodentiefen flaechenhaft erfasst und der Wirtschaftsweise (konventionell/alternativ bewirtschafteter Betrieb) zugeordnet. Die Stoffbestimmung erfolgt mittels AAS, ICP, Inversvoltametrie und HPLC.
Das Projekt "Reduzierung des Wasserverbrauchs und der Abwassermengen in der Leiterplattenindustrie" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von Schweizer Electronic AG durchgeführt. Bei dem Vorhaben der Schweizer Electronic AG in Schramberg, Baden-Württemberg soll die Produktion von Leiterplatten durch Reduzierung des Wasserverbrauchs, durch innovative Abwasserbehandlungstechniken und durch die Verwertung aller anfallenden Abfälle so umweltfreundlich wie möglich gemacht werden. Um dieses Ziel zu erreichen, sind umfangreiche Maßnahmen vorgesehen, die z.T. weit über den Stand der Technik hinausgehen. So soll die Kaskadenspültechnik statt mit den üblichen drei mit bis zu fünf Stufen betrieben werden. Daran schließt sich eine Trennung der Spülkaskaden in Abwasserteilströme und kreislauftaugliche Teilströme an. Es ist weiter vorgesehen, die feststoffbelasteten Teilströme durch Zentrifugieren aufzubereiten und in den Prozess zurückzuführen. Die bei der stoffspezifischen Behandlung der einzelnen Abwasserteilströme anfallenden Rückstände sollen vollständig stofflich verwertet werden. Damit ist eine Deponierung deranfallenden Rückstände in Zukunft nicht mehr erforderlich. Kupferhaltige Lösungen sollen aufkonzentriert und externen Verwerterbetrieben als Sekundärrohstoff zur Herstellung verschiedener Kupferverbindungen zugeführt werden. Der Rest soll als eagenz in der Abwasserreinigung eingesetzt werden. Der hier anfallende Kupferhydroxidschlamm ist zum Einsatz als Sekundärrohstoff in einer Kupferhütte geeignet. Das resist belastete Abwasser soll in einem Membranverfahren aufkonzentriert, das Konzentrat thermisch entsorgt werden. Goldhaltiges Spülwasser soll mittels Ionenaustauscherkaskaden gereinigt und in die Spülbäder zurückgeführt werden. Die beladenen Austauscherharze werden an Verwerterbetriebe abgegeben. Es ist vorgesehen, das zinnhaltige Abwasser aus verschiedenen Stripperlösungen in einer Chargenbehandlung zu neutralisieren. Der anfallende Zinnhydroxidschlamm soll abfiltriert, entwässert und an metallurgische Betriebe zur Verwertung abgegeben werden. Neben der Reduzierung des Abfalls und der Abwassermenge sowie der Verbesserung der Abwasserqualität werden durch die Rückführung geeigneter Abwasserteilströme jährlich61.600 m Frischwasser eingespart. Von der Umsetzung dieses Demonstrationsprojektes wird erwartet, dass die mit der neuen Anlage erzielten Ergebnisse für andere Unternehmen richtungsweisend werden.
Das Projekt "Optimierung der Tierbeckenwasseraufbereitung in der Seehundstation Nationalpark-Haus in Norden-Norddeich durch Einsatz von innovativen Verfahren - Folgevorhaben" wird vom Umweltbundesamt gefördert und von newtec Umwelttechnik GmbH durchgeführt. Anlass des Vorhabens In der Seehundstation Nationalpark-Haus in Norden-Norddeich werden die Tiere in einem offenen Wasserbecken gehalten. Naturgemäß wird das Beckenwasser durch Ausscheidungen der Tiere mit Kohlenstoff-, Phosphor- und Stickstoffverbindungen belastet. Da auch die Becken offen sind und damit auch in diesen Räumen genügend Tageslicht vorhanden ist, werden die Ausscheidungen, besonders die Nährstoffe wie Phosphor- und Stickstoffverbindungen von Algen mit Hilfe des Sonnenlichts als Energiequelle zum Zellwachstum und zur Sauerstoffproduktion genutzt. Somit vermehren sich die Algen im Wasser des Seehundbeckens, so dass ein sichtbarer mikrobiologischer Bewuchs entsteht. Dieser mikrobiologische Bewuchs führt besonders in den Sommermonaten zu einer erheblichen Reduzierung der Sichttiefe des Beckenwassers. Nicht selten beträgt die Sichttiefe weniger als 1 m, so dass darunter die Attraktion der Seehundstation für Besucher erheblich leidet. Fazit und Ausblick auf die weitere Vorgehensweise Die Zielsetzung dieser Projektarbeit bestand darin, die gewählten mechanischen Verfahren (Flotation, Zentrifugation, Flockungsfiltration und Ultrafiltration) auf ihre Wirksamkeit bezüglich der schonenden Algenabtrennung zu überprüfen. Da bei diesem Projekt das Wohl der Seehunde und die Gesundheit des Personals im Vordergrund stehen und mit der zu untersuchenden Wasseraufbereitungsanlage eine Verbesserung der Beckenwasserqualität erreicht werden soll, müssen neben der Elimination von Trübstoffen und Algen auch die Abtrennung von Bakterien und Viren in Betracht gezogen werden. Diese hygienischen Bedingungen kann man jedoch nicht mit einem Mikrofiltrationsverfahren erzielen. Daher wurde zur Sicherstellung der Mensch- und Tiergesundheit durch Teildesinfektion des Beckenwassers das Ultrafiltrationsverfahren gewählt. Die Verschmutzung durch Kolloide (z.B. Mikroalgen, Kolloidpartikel) kann bei einer Ultrafiltrationsanlage die Leistung und damit auch die Produktivität stark vermindern. Eine ausreichende Vorbehandlung des Eingangswassers verbessert nicht nur die Leistung und Produktivität der Anlage, sondern verlängert auch die Standzeiten der Membran. Die Auswahl der geeigneten Vorbehandlungsmethode hängt von mehreren Faktoren ab. Neben der Gewährleistung der Tierfreundlichkeit soll die Anlage eine kompakte Bauweise darstellen und natürlich eine hohe Wirtschaftlichkeit aufweisen. Die Druckentspannungsflotation wurde im Labormaßstab untersucht. Es wurden mehrere Flockungsreihen durchgeführt, um die Flockungsmittelmengen zu ermitteln, die anschließend für eine erfolgreiche Flotation erforderlich waren. Zusammenfassend kann man sagen, dass die Flotation zufriedenstellende Ergebnisse liefern konnte, jedoch bei schwankenden Feststoffbelastungen keine sichere Lösung ist. Außerdem ergibt sich eine Grundfläche von 25 m2 für die großtechnische Anlage, was bei den bestehenden Platzverhältnissen in der Seehundstation nicht ausreichend würde. (Text gekürzt)
| Origin | Count |
|---|---|
| Bund | 47 |
| Land | 2 |
| Type | Count |
|---|---|
| Förderprogramm | 44 |
| Text | 3 |
| License | Count |
|---|---|
| geschlossen | 3 |
| offen | 44 |
| Language | Count |
|---|---|
| Deutsch | 47 |
| Englisch | 5 |
| Resource type | Count |
|---|---|
| Dokument | 2 |
| Keine | 25 |
| Webseite | 20 |
| Topic | Count |
|---|---|
| Boden | 37 |
| Lebewesen & Lebensräume | 34 |
| Luft | 28 |
| Mensch & Umwelt | 47 |
| Wasser | 26 |
| Weitere | 47 |