s/abiotischer-faktor/Abiotischer Faktor/gi
„Die Berichtsreihe der Forschungsstelle Küste weist zwischen dem Band 39 (Jahresbericht 1987) und dem Band 40 („Berichte der Forschungsstelle Küste“, 1995) eine vom Jahr 1988 bis ins Jahr 1995 reichende Zeitlücke. […] Mit der nunmehr unter dem Titel „Zusammenstellung von Untersuchungen für die Zeitspanne 1988 bis 1995“ erscheinenden Dienstberichten stellt die Forschungsstelle Küste übersichtliche Kurzinformationen zur Verfügung, die gemeinsam mit den bereits vorliegenden ausführlicheren Berichten einen geschlossenen Überblick bis zum Berichtsband 41/1997 geben. […] Inhalt: Grundkartierungen: Vorarbeiten für eine Gesamtdarstellung der eulitoralen Bodenfauna des Emsästuars; „Modellvorhaben zur Erstellung eines Sensitivitätsrasters der deutschen Wattenküste“ und „Thematische Kartierung und Sensitivitätsraster im deutschen Wattenmeer“; Überwachung der niedersächsischen Miesmuschelbestände; Epibiosen anthropogener Hartsubstrate an ausgesuchten Standorten im niedersächsischen Teil des Wattenmeers – Ein Vergleich mit früheren Erhebungen; Beiweissicherungs- und Kontrolluntersuchungen zu Einleitungs- und Bauvorhaben: Untersuchungen zum Einfluss der Abwässer eines TiO2-Werkes in der Wesermündung (Teil I: Wasserchemie und Phytoplankton; Teil II: Sediment und Bodenfauna; Teil III: Schwermetalle in Sedimenten und Organismen); Umweltverträglichkeit von Küstenschutzvorhaben: Fortentwicklung von Höhenlage, Sedimenten, Vegetation und Bodenfauna in den Landgewinnungsfeldern beim Cappeler Tief (Wurster Küste); Umweltverträglichkeitsstudien über die im Seewasserbau verwendete schwermetallhaltige „Eisensilikatschlacke“; Überwachung der niedersächsischen Küstengewässer: Infosystem für Planktonblüten und toxische Algen; Untersuchung von Phytoplankton und Nährstoffen an Dauerstationen bei Norderney und Wilhelmshaven; Langfristige Bestandsveränderungen der Wattenfauna an Dauerstationen bei Norderney; Methodische Studie zur erforderlichen Mindestzahl von Stichproben des eulitoralen Makrozoobenthos; Überwachung der Entwicklung von Makroalgen an der niedersächsischen Küste; Monitoring anoxischer Sedimentoberflächen im Norderneyer Wattengebiet; Schwermetallmonitoring in ausgewählten Wattorganismen; Belastungen der Klaffmuschel (Mya arenaria) mit Schwermetallen; Zur Organozinn-Belastung und Histopathologie von Miesmuscheln (Mytilus edulis); Untersuchungen zum Rückgang der Seegrasbestände im niedersächsischen Wattemeer; Ökosystemforschung: Benthosforschung im ostfriesischen Wattenmeer – Dokumentation im Rahmen der Vorphase der Ökosystemforschung; Bestandsaufnahme und Populationsbiologie von Mytilus edulis: Methoden der quantitativen Erfassung von Miesmuschelvorkommen; Struktur und Funktion von Miesmuschelvorkommen des Wattenmeeres; Einflüsse abiotischer Faktoren auf die Bestände und Sukzessionen des Phytoplankton; Fluktuationen von Makrozoobenthospopulationen in Wattgebieten infolge variierender hydrodynamischer Randbedingungen – Skalierung hydrographisch-makrozoobenthologischer Interaktionen; Sonderuntersuchungen: „Dynamik von Phaeocystis-Blüten in nährstoffbelasteten europäischen Küstengewässern“ und „Modellierung von Phaeocystis-Blüten, ihre Gründe und Konsequenzen“; Studien über Auftreten, Häufigkeit und Ursachen anoxischer Oberflächensedimente in Sandwatten; Parasiten und Kommensalen bei der Tellmuschel Macoma balthica L.; Der Einfluss von Parasiten auf Vitalität und Bestandsentwicklung der Miesmuschel (Mytilus edulis L.); Mechanismen des obligatorischen Vorkommens von Alderia modesta (Gastopoda, Sacoglossa) auf ihrer Nährpflanze Vaucheria sp. (Xanthophyceae) – Verbreitung und Probleme der Überwinterung; Gewässerchemie der Teichsysteme des „Südstrandpolders“ auf Norderney; Beschreibung des zeitlichen Verlaufs einer Miesmuschelneuansiedlung im Norderneyer Watt; Ursachen und Erscheinungsformen des sommerlichen Umschlagens von Prielsystemen in anoxischen Zustand; Der Jahresgang blütenbildender und _CUTABSTRACT_
Frank, D. & Schnitter, P. (Hrsg.): Pflanzen und Tiere in Sachsen-Anhalt Süßwassermedusen (Hydrozoa: Craspedacusta) Bestandssituation Lutz Tappenbeck Vor zehn Jahren noch als selten und schwer zu finden eingestuft, kann man heute in Deutschland von über ein- tausend Fundgewässern mit Süßwassermedusen, auch Süßwasserquallen genannt, ausgehen. In Deutschland kommt nur eine Art, Craspedacusta sowerbii, vor. Euro- paweit gibt es Meldungen aus Finnland und Nordeng- land genauso wie aus Ungarn und aus der Türkei. Dabei ist interessant, dass nicht Taucher die Funde melden, sondern überwiegend Badegäste in den Sommermo- naten. Es wurde deshalb bisher angenommen, dass die Wassertemperatur für das Auftreten der Medusen die wesentliche Rolle spielt. Bei ersten Meldungen in war- men Jahren im Mai/Juni und einer Entwicklungszeit der Medusen von vier bis acht Wochen ist das Anstei- gen der Wassertemperatur nur ein Auslöser der Medu- senentwicklung. Bei der Erstbeschreibung der Art 1880 erfolgte in Unkenntnis der Zusammenhänge nur die Beschreibung der Meduse, später des Polypen (als Mircohydra ruderi). Die Art darf zutreffend nur als Craspedacusta sowerbii Lankester, 1880 bezeichnet werden (Dejdar 1934). Die unterschiedlichen Beschreibungen sind dahinge- hend nachvollziehbar, dass beide Erscheinungsformen dieses Organismus auch sehr unterschiedliche Lebens- räume besiedeln und so fast nie zusammen zu finden sind. Der maximal 3 mm große Polyp bevorzugt durch- strömte oder angeströmte Stellen mit Hartsubstraten, wo er festsitzt und durch seine klebrige Oberfläche mit Feinsedimenten bedeckt, getarnt ist. Von diesem Polyp schnüren sich (strobilieren) unter ganz besonderen Be- dingungen kleine Scheiben (Medusen) ab, die in einem mehrmonatigen Zeitraum zu Süßwasserquallen mit bis zu ca. 22 mm Durchmesser heranwachsen. Diese Me- dusen benötigen wenig bewegtes bis stehendes Wasser für ihre Entwicklung. Polypen können sich vegetativ durch Knospung ver- mehren. Polypen und Medusen können Podocysten (Überdauerungsformen) bilden oder sich zu Frusteln umwandeln. Frusteln sind wurmförmige Gebilde, die sich aktiv im Sediment und an Hartsubstrat bewegen können. Medusen sind nicht nur vegetative Vermeh- rungsprodukte, sondern ebenso generative Organis- men, regelmäßig werden auch weibliche und männliche Medusen nachgewiesen. Der Stand der Untersuchun- gen dazu befindet sich in einem Anfangsstadium. Er- kenntnisse zu Grundlagen der Nahrungsaufnahme und -zusammensetzung veröffentlichten Jankowski & Rat- te (2005). Die Süßwasserqualle Craspedacusta sowerbii stammt aus China (Fritz 2009), wo es in den großen Strömen mit ihren riesigen Auen auch noch andere Süßwasser- quallen-Arten gibt. Wie und warum von den dort vor- kommenden Arten gerade C. sowerbii nach Europa ge- langt ist, wird sich vermutlich nicht mehr klären lassen. Die Weiterverbreitung über Wassergeflügel wird nicht nur von Schmidt (2013) bezweifelt. Genauere Unter- suchungen dazu fehlen. Craspedacusta sowerbii ist keine invasive Art im Sin- ne der aktuellen Neozoenforschung. Bereits Dejdar (1934) wie auch Stadel (1960) haben die Funde euro- paweit zusammengetragen. Die Süßwassermeduse war bereits in den 1960er Jahren seit Jahrzehnten europa- weit verbreitet und die Meldungen aus Deutschland zeigen heute immer mehr, dass sie in unseren Gewäs- sern regelmäßig vorkommt (Kronfelder 1988, Tap- penbeck 2008). Die aktuelle Verbreitung ist demnach weder ein Ergebnis des Treibhauseffekts, noch in einem anderen Zusammenhang mit der aktuellen Klimaer- wärmung in Europa seit 2000 zu sehen. Die Medusen und ihre Entwicklungsstadien sind als längst etabliertes Faunenelement zu betrachten. Aus Sachsen-Anhalt sind elf Vorkommen gemeldet, die nach den bisherigen Erfahrungen für Deutschland nur einen Bruchteil der tatsächlichen Vorkommen dar- stellen. Hinsichtlich der hydrochemischen, limnologi- Medusen von Craspedacusta sowerbii aus dem Wehrstedter See bei Halberstadt. Hier wurden 1992 die ersten Süßwassermedu- sen in Sachsen-Anhalt gefunden. Foto L. Tappenbeck. 501 Süßwassermedusen (Hydrozoa: Craspedacusta) schen, ichthyologischen und meteorologischen Parame- ter für die Gewässer einerseits und der Vorkommen von Craspedacusta sowerbii andererseits bestehen keine ge- nerellen oder auffälligen Zusammenhänge. Es gibt dies- bezüglich noch sehr viel Klärungsbedarf. Der Bestand der Süßwasserqualle ist jedoch in Sachsen-Anhalt we- der gefährdet noch im Rückgang begriffen. Die Art ist nicht besonders gesetzlich geschützt. Medusen von Craspedacusta sowerbii im flachen, besonnten Wasser des Schachtsees nördlich Neugattersleben. Foto L. Tappenbeck. Literatur Dejdar, E. (1934): Die Süßwassermeduse Craspedacus- ta soberbii Lankester in monographischer Darstel- lung. – Zeitschr. Morphol. Ökol. Tiere (Berlin) 28: 595–691. Fritz, G. (2009): Dynamik und Stabilitäten: biotische und abiotische Faktoren in lentischen Systemen. – Arb. Mitt. Biol. Inst. Univ. Stuttgart (Stuttgart) 42: 1–132. Kronfelder, M. (1988): Zum Vorkommen der Süß- wasserqualle Craspedacusta sobwerbii Lankester in der Bundesrepublik Deutschland. – Acta Albertina Ratisbonensia (Regensburg) 45: 217–242. Jankowski, T.; Strauss, T. & Ratte, H. T. (2005): Tro- phic interactions of the freshwater jellyfish Craspe- dacusta sowerbii. – J. plankton res. (Oxford) 27 (8): 811–823. Stadel, O (1960): Neuere Kenntnisse über die Ökolo- gie und Verbreitung der Süßwassermeduse Craspeda- custa sowerbii. – Abh. Verh. naturw. Ver. Hamburg N. F. (Hamburg) 5: 157–192. Schmidt, B. (2013): Transportieren Enten Fische in natürlicherweise fischfreie Amphibienlaichgebiete? – Zeitschr. Feldherpetol. (Bielefeld) 20 (2):137–144. Tappenbeck, L. (2008): Faunistik und Ökologie der Süßwasserqualle Craspedacusta sowerbii Lankaster 1880 – Versuch einer aktuellen Bestandsanalyse für Deutschland. – Artenschutzreport (Jena) 22: 12–14. Anschrift des Verfassers Lutz Tappenbeck Bahnhofstraße 2 39443 Staßfurt OT Förderstedt E-Mail: Lutz.Tappenbeck@t-online.de Tab. 09.1: Bestandssituation der Süßwassermedusen in Sachsen-Anhalt Art Craspedacusta sowerbii Lankester, 1880 502 BS Bm Nachweis s N Tappenbeck (2008) Pflanzen und Tiere in Sachsen-Anhalt Ein Kompendium der Biodiversität Dieter Frank und Peer Schnitter (Hrsg.) Landesamt für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 3
Im Rahmen einer Tagung wurden aus verschiedenen abgeschlossenen und bereits länger laufenden Naturschutzgroßprojekten Erfolgskontrollen zur Entwicklung von (Ziel-)Arten, Vegetation, Biotopen und Landschaftsausschnitten vorgestellt. Die Ergebnisse werden in Bezug auf die angewandten Maßnahmen und Projektziele diskutiert und die verschiedenen Untersuchungsansätze wurden verglichen. Die Tagung war Auftakt einer Veranstaltungsreihe zum Thema "Erfolgskontrolle in Naturschutzgroßprojekten des Bundes". Schwerpunkt dieser Auftaktveranstaltung waren Bestands- und Wirkungskontrollen anhand biotischer und abiotischer Faktoren.
Tick-borne diseases are a public health issue. To predict vector tick abundance and activity, it is necessary to understand the driving factors for these variables. In this study, the activity of Ixodes ricinus was investigated in forest and meadow habitats in Germany with a focus on abiotic factors. Ixodes ricinus adults, nymphs and larvae were caught by flagging over a period of 2 years. Microclimatic and weather conditions were recorded at the collection sites. Statistical models were applied to describe correlations between abiotic factors and tick activity in univariable and multivariable analyses. Tick activity was observed in a broad range of air temperature between 3 and 28 ˚C, and air humidity varied between 35 and 95%. In general, tick activity of nymphs and larvae was higher in forest habitats than that in meadows. With the exception of a single specimen of Dermacentor reticulatus, all ticks were Ixodes ricinus, most of them nymphs (63.2% in 2009 and 75.2% in 2010). For the latter, a negative binomial mixed-effects model fitted best to the observed parameters. The modelling results showed an activity optimum between 20 and 23 ˚C for air temperature and between 13 and 15 ˚C for ground temperature. In univariable analyses, the collection site, month, season, ground and air temperature were significant factors for the number of ticks caught and for all life stages. In the multivariable analysis, temperature, season and habitat turned out to be key drivers. Ixodes ricinus positive for RNA of tick-borne encephalitis virus was only found at a single sampling site. The results of this study can be used in risk assessments and to parameterise predictive models. © The Author(s) 2020
For mapping, quantifying and monitoring regional and global forest health, satellite remote sensing provides fundamental data for the observation of spatial and temporal forest patterns and processes. While new remote-sensing technologies are able to detect forest data in high quality and large quantity, operational applications are still limited by deficits of in situ verification. In situ sampling data as input is required in order to add value to physical imaging remote sensing observations and possibilities to interlink the forest health assessment with biotic and abiotic factors. Numerous methods on how to link remote sensing and in situ data have been presented in the scientific literature using e.g. empirical and physical-based models. In situ data differs in type, quality and quantity between case studies. The irregular subsets of in situ data availability limit the exploitation of available satellite remote sensing data. To achieve a broad implementation of satellite remote sensing data in forest monitoring and management, a standardization of in situ data, workflows and products is essential and necessary for user acceptance. The key focus of the review is a discussion of concept and is designed to bridge gaps of understanding between forestry and remote sensing science community. Methodological approaches for in situ/remote-sensing implementation are organized and evaluated with respect to qualifying for forest monitoring. Research gaps and recommendations for standardization of remote-sensing based products are discussed. Concluding the importance of outstanding organizational work to provide a legally accepted framework for new information products in forestry are highlighted. Quelle: http://www.mdpi.com
Pnigalio agraules ist ein aussichtsreicher Gegenspieler zur biologischen Bekämpfung von Cameraria ohridella und wird seit mehreren Jahren erfolgreich im Pflanzenschutzamt Berlin vermehrt und sein Einsatz getestet. Seit 2006 wurden unterschiedliche Freisetzungsversuche an Straßenbäumen mit diesem Gegenspieler durchgeführt. In den Versuchen 2008, 2009 und 2010 waren die Kastanien ca. 40 Jahre alt, in einer Straße befanden sich mindestens 30 Bäume. Die Freisetzung erfolgte am mittelsten Baum der Allee und zum Zeitpunkt der 1. und 2. Generation der C. ohridella . Zur Bewertung der Ergebnisse wurden jeweils 500 Minen des behandelten Baumes, der Nachbarbäume und der Randbäume (unbehandelt) auf parasitierte Larven ausgezählt. In allen Jahren und an fast allen Standorten konnte nach der 1. Generation eine Steigerung der Parasitierung im Bereich der Anwendung nachgewiesen werden. An einigen Standorten erreichte der Wirkungsgrad etwa 40 % (vgl. Abbildung). Die Ergebnisse in den Versuchen sind allerdings nicht signifikant. Außerdem bleibt festzustellen, dass die in den Versuchen erzielte Parasitierung für eine nachhaltige Bekämpfung nicht ausreichend ist. Mit dem Einsatz von P. agraules zum Zeitpunkt der 2. Generation von C. ohridella , konnte keine positive Veränderung in der Parasitierung an den behandelten Standorten nachgewiesen werden. In der Ursachenanalyse wurden biotische und abiotische Faktoren kritisch diskutiert, um die noch nicht ausreichenden Parasitierungsraten und die Schwankungen künftig ausschalten zu können. Es zeigte sich, dass vor allen Dingen die Menge der eingesetzten Gegenspieler zu gering war. Tierische Schaderreger: Kastanienminiermotte
Die Probenahme und Aufbereitung gemäß BALCOSIS folgt den Arbeitsschritten: Planung der Probenahme, Freilandarbeit, Aufbereitung der Proben im Labor und Aufbereitung der erhobenen Daten. Je nach Gewässer(typ) oder Zustand des Gewässers kommen unterschiedliche Methoden zum Einsatz, bzw. können diese gewählt werden (z. B. Taucharbeit oder schiffsgestützte Unterwasservideotechnik). Planung der Probenahme (Vorarbeiten) Festlegung des Stationsschemas Räumliche Durchführung Zeitliche Durchführung Freilandarbeiten Tiefengrenzenbestimmung (mittels Tauch- oder Videokartierung) Erhebung von Bedeckungswerten und Biomasseproben (durch Taucharbeiten) Aufarbeitung der Proben/Videoaufnahmen Analyse der Tiefengrenzen Bestimmung des Artenspektrums Analyse der Biomasse Aufbereitung der erhobenen Daten Berechnung substratspezifischer Bedeckungen für Tiefendaten Pegelkorrektur der Tiefendaten Erstellung von Taxalisten mit Bedeckungs- und Biomassewerten Die jeweiligen Küstengewässertypen sind in „bedeutende einheitliche Abschnitte“, die sogenannten Wasserkörper, unterteilt. Dabei wird zwischen natürlichen, erheblich veränderten oder künstlichen Wasserkörpern unterschieden. Die Bewertung der Küstengewässer muss separat für jeden dieser Wasserkörper durchgeführt werden. Für die Ausbildung von Vegetationsbeständen ist eine Kombination verschiedener abiotischer Faktoren (ausreichend Lichtzufuhr, geeignete Substrat- und Strömungsverhältnisse) erforderlich. Entsprechend sind Vegetationsbestände auf definierte Örtlichkeiten beschränkt, treten stark fleckenhaft verteilt auf und können so nicht überall im Wasserkörper beprobt werden. Großalgen und Angiospermen sind in insgesamt 15 Wasserkörpern mit dem BALCOSIS-Verfahren zu bewerten. Für jeden dieser Wasserkörper wurden Stationen festgelegt, an denen die Untersuchungen zum ökologischen Zustand durchgeführt werden sollen. Für eine vergleichbare und abgesicherte Bewertung wurde im Minimum einer Dauerstation pro Biotoptyp/Vegetationsform und Wasserkörper festgelegt. Für sehr große Wasserkörper bzw. Wasserkörper, die eine starke geographische Variabilität der Bewertungsparameter zeigen, wurden Zusatzstationen bestimmt, die nach Bedarf ebenfalls beprobt werden können. Die jeweiligen Koordinaten der Dauer- und Zusatzstationen sind bei den zuständigen Landesämtern hinterlegt (Abb. 1). Abb. 1: Übersicht der zu beprobenden Wasserkörper und die Lage der Dauer- und Zusatzstationen. Die ausgewählten Dauer- und Zusatzstationen repräsentieren typische Vorkommen der jeweiligen Vegetationsbiotope in den jeweiligen Wasserkörpern. Die Beprobung sollte möglichst in den zentralen, gut ausgeprägten Teilen der Vegetationsbestände stattfinden und Randbereiche, in denen die Vegetation bereits ausdünnt, sollten vermieden werden. Jeder Biotoptyp kommt innerhalb eines größeren vertikalen Siedlungsbereiches vor, jedoch bedingen Licht und Substratverhältnisse nur innerhalb eines eingeschränkten Bereiches ideale Wachstums- und Ausprägungsbedingungen, so dass für jeden Biotoptyp Tiefenzonen für die Beprobung spezifiziert wurden (Tab. 1). Tab. 1: Zu beprobender Tiefenbereich der verschiedenen Biotoptypen. Biotoptyp Zu beprobender Tiefenbereich Seegras 2 – 4 m, in einem Bereich, in dem mindestens 75 % Weichboden vorhanden ist Brauntang (Fucus) 1 – 3 m, in einem Bereich, in dem mindestens 25 % Hartboden vorhanden ist Rotalgen 5 – 8 m, in einem Bereich, in dem mindestens 25 % Hartboden vorhanden ist, wobei der Hartboden aus Blöcken und größeren Steinen bestehen sollte Für ein operatives Monitoring ist eine einmalige Probenahme pro Wasserkörper und Jahr als Minimalanforderung ausreichend. Die Probenahme sollte im Hauptvegetationszeitraum zwischen Anfang Juli und Ende August durchgeführt werden. Eine Ausdehnung dieses Zeitraumes in den Juni und September ist vertretbar, vor allem wenn dadurch klimatische Besonderheiten wie ein warmes, sonnenreiches Frühjahr mit entsprechend früherem Start und umgekehrt Eiswinter mit entsprechend späterem Start berücksichtigt werden können. Stationen innerhalb eines Wasserkörpers bzw. benachbarte Wasserkörper sollten, wenn möglich, immer in einem nah beieinander liegenden Zeitfenster beprobt werden. Die Probenahme orientiert sich an den geltenden internationalen und nationalen Richtlinien und besteht überwiegend aus Taucharbeiten in Kombination mit dem Einsatz von Unterwasservideotechnik. Die Beprobungen müssen von geprüften und geschulten Forschungstauchern und -taucherinnen nach den Richtlinien der Berufsgenossenschaft durchgeführt werden, um alle sicherheits- und versicherungstechnischen Aspekte abzudecken, aber auch die fachlich gesicherte Ansprache der Biotope zu gewährleisten. Die spezifischen Probenahmetechniken für Makrophytenuntersuchungen und -beprobungen sind in einer Standardarbeitsanweisung (SOP) des Umweltbundesamtes (BLMP 2009) festgeschrieben, die alle erforderlichen Geräte und Materialien auflistet und alle Arbeitsschritte detailliert beschreibt. Die jeweils zu erfassenden bzw. zu beprobenden Parameter unterscheiden sich je nach Biotoptyp und Bewertungsparameter zum Teil erheblich und werden deshalb nachfolgend aufgeteilt nach Parameter kurz beschrieben. Auf detaillierte Beschreibungen oder Auflisten von Geräten und Materialien wird jedoch auf die SOP verwiesen. Die Tiefengrenzen von Seegras und Brauntang ( Fucus ) können sowohl durch Video- als auch Tauchkartierung bestimmt werden. Pro Wasserkörper sind insgesamt fünf Transekte über die Verbreitungsgrenze des dichten Bestandes hinweg zu beproben. In der Regel werden alle fünf Transekte an einem Untersuchungsort (Dauerstation) erfasst. In Wasserkörpern mit mehreren geeigneten Stationen können diese fünf Transekte aber auch auf diese verschiedenen Stationen aufgeteilt werden. Mindestens ein Transekt muss immer den Bereich vom flachsten Vorkommen von Zostera bzw. Fucus bis in sieben Meter Wassertiefe abdecken. Werden mehrere Stationen angefahren, muss dieser Tiefenbereich mindestens einmal pro Station erfasst werden. Dies gewährleistet, dass auch bei lückenhaft vorkommenden Beständen der Bereich bis zum guten ökologischen Zustand (Klassengrenze 7,0 m) durch mindestens ein Transekt vollständig abgedeckt wird. Für die übrigen vier Transekte ist es ausreichend den Tiefenbereich um die aktuell vorhandene Tiefengrenze des dichten Bestandes zu kartieren und zwar mindestens jeweils ca. 50 – 100 m beiderseits der Dichtegrenze. Als dichter Bestand wird eine Vegetationsbedeckung von mindestens 10 % definiert. Bei der Bedeckung handelt es sich immer um eine substratspezifische Bedeckung, d.h. für Zostera ist die Bedeckung auf die zur Verfügung stehende Weichbodenfläche, bei Fucus auf die zur Verfügung stehende Hartsubstratfläche zu beziehen. Die Substratzusammensetzung ist also immer mit zu erfassen. Die Transekte können entweder als durchgehender Zick-Zack-Kurs entlang der dichten Vegetationsgrenze oder als separate, senkrecht zur Küstenlinie verlaufende Transekte abgefahren bzw. abgetaucht werden (Abb. 2). Insgesamt sollte durch die fünf Transekte ein Küstenabschnitt von ca. 150 – 200 m Breite abgedeckt werden. In der Praxis kann es vorkommen, dass innerhalb des abgedeckten Küstenabschnitts nicht für alle Transekte ein dichter Bestand zu erfassen ist (Bedeckung liegt unter 10 % oder die Art fehlt). Ist dies bei mehr als zwei Transekten der Fall, muss die Untersuchung an einer anderen, besser geeigneten Stelle erneut durchgeführt werden. Für jede Station der Tiefengrenzenerfassung sind spezifische Kenndaten zu erfassen, die sowohl die örtlichen Gegebenheiten als auch die Probenahmebedingungen beschreiben sollen und einen späteren Pegelabgleich möglich machen: Name der Station, Kurzbezeichnung Name des Wasserkörpers Name des/r Probennehmer/s Koordinaten der Station/Transekt: am Startpunkt und Endpunkt des Transekts, das den größten Tiefenbereich abdeckt Wassertiefe der Station/Transekt: am Startpunkt und Endpunkt des Transekts, das den größten Tiefenbereich abdeckt Datum, Uhrzeit (UTC) Wind-, Wetter- und Seegangsverhältnisse Secchi-Tiefe (Angabe in Meter, Genauigkeit: 1 dm) Besonderheiten (anthropogene Beeinflussung etc.) Diese Kenndaten stellen ebenfalls verpflichtende Angaben bei der Abgabe der Monitoringdaten an die Landesämter dar. In jedem Fall sind die zu erhebenden Daten mit der Standardarbeitsanweisung und den Vorgaben der Landesämter (Templates für Datenabgabe) abzugleichen. Videotransekte sollten erst im Anschluss an die Felduntersuchungen ausgewertet werden, da so die Datenqualität deutlich höher liegt als bei einer direkten Auswertung parallel zur Aufnahme. Bei Tauchtransekten sind Bedeckungen von Zostera marina , Fucus serratus und F. vesiculosus sowie von Weich- und Hartboden direkt zu protokollieren. Zur Abschätzung der Bedeckungen wird folgende Schätzskala für Dichtestufen verwendet, die definierte Bedeckungsintervalle abdeckt (Tab. 2). Tab. 2: Definition der Dichtestufen. Dichtestufe Bedeckungsintervall [%] Intervallmittelwerte [%] 0 0 0 1 < 10 5 2 10 - 25 17,5 3 25 - 50 37,5 4 50 - 75 62,5 5 75 - 100 87,5 6 100 100 Die Tiefendaten, an denen sich der Bedeckungsgrad von Zostera marina bzw. der Fucus -Arten ändert, sind tabellarisch festzuhalten. Dabei sind, wie in Abbildung 5 dargestellt auch die Bereiche unterhalb der eigentlichen Tiefengrenze zu protokollieren, und zwar hinsichtlich möglicher Bedeckungsänderungen von Weich- und Hartboden, um substratbedingte Tiefengrenzwerte auszuschließen. Bedeckung und Biomasseproben werden durch Tauchuntersuchungen erfasst. Sie werden in den Tiefenbereichen mit den jeweils dichtesten Biotopvorkommen durchgeführt. Diese Tiefenbereiche variieren je nach Station leicht, so dass die Angaben definierten Tiefenzonen als grobe Richtschnur für die Tauchgangsplanung anzusehen sind. Die angegebenen Tiefenbereiche können je nach Station teilweise mehrere hundert Meter breite küstenparallele Streifen umfassen. Deshalb wird nicht der komplette Tiefenbereich untersucht, sondern lediglich eine geeignete Position innerhalb des Tiefenbereiches. Für jede Station sind spezifische Kenndaten zu erfassen, die sowohl die örtlichen Gegebenheiten als auch die Probenahmebedingungen beschreiben sollen: Name der Station, Kurzbezeichnung Name des Wasserkörpers Name des/r Probennehmer/s Koordinaten der Station Wassertiefe der Station (Angabe in Meter, Genauigkeit: 1 dm) Datum, Uhrzeit (UTC) Wind-, Wetter- und Seegangsverhältnisse Secchi-Tiefe (Angabe in Meter, Genauigkeit: 1 dm) Besonderheiten (anthropogene Beeinflussung etc.) Diese Kenndaten stellen ebenfalls verpflichtende Angaben bei der Abgabe der Monitoringdaten an die Landesämter dar. In jedem Fall sind die zu erhebenden Daten mit der Standardarbeitsanweisung und den Vorgaben der Landesämter (Templates für Datenabgabe) abzugleichen. Die Substrat- und Vegetationsverhältnisse sind an jeder Station in einem Bereich von ungefähr 20 m 2 zu erfassen. Idealerweise wird eine Transektleine 10 m weit ausgelegt und eine 1 m breite Fläche beiderseits der Leine abgetaucht. Dabei ist zu beachten, dass für die Substratklassen im Minimum die standardisierten Angaben aus der DIN-Richtlinie zu verwenden sind und andere Klasseneinteilungen nur dann angewendet werden sollten, wenn eine Rückführung auf diese Klassen möglich ist. Alle Angaben erfolgen in Prozent. Die Prozentwerte werden auf 5 % Genauigkeit angegeben. Einzelpflanzen, die weniger als 5 % Bedeckung einnehmen, wird standardmäßig die Angabe 0,5 % zugewiesen. Es sind mehrere Übersichtsfotos zur Dokumentation des Biotops aufzunehmen. Im Anschluss an die Stationsbeschreibung werden fünf Rahmen innerhalb dieser 20 m 2 verteilt, wobei die Platzierung des Rahmens nicht zufällig, sondern gezielt auf dicht bewachsene Flächen erfolgt. Die Rahmengröße unterscheidet sich je nach Biotoptyp. Für das Seegrasbiotop ist ein 1 m 2 -Rahmen, für das Fucus - und Rotalgenbiotop ein 0,25 m 2 -Rahmen zu verwenden. Die Substrat- und Vegetationsverhältnisse werden für jeden Rahmen protokolliert, und es ist von jedem Rahmen ein Foto anzufertigen (Abb. 3). Es gelten die gleichen Grundlagen für die Angaben zu Substrat und Bedeckung (Sedimentklassen, Prozentangaben und Genauigkeit) wie für die Stationsbeschreibung. Abb. 3: Ausgelegte Transektleine (links) und Probenahmerahmen für Hartbodenvegetation (rechts). Erst nach Protokollierung aller Daten aus dem Rahmen wird aus jedem Rahmen eine Unterprobe (¼ der Rahmenfläche) für die Biomasseanalyse entnommen. Für die Biomassebestimmung im Seegras wird also eine Fläche von 0,25 m 2 abgeerntet und für Fucus und Rotalgen eine Fläche von 0,0625 m 2 . Ist nicht die gesamte Fläche des Probenrahmens mit Vegetation bewachsen, ist die Unterprobe im dichtesten Bewuchs zu entnehmen. Dazu werden die Pflanzenteile mit einem Spachtel und/oder Messer vom Untergrund getrennt und in einen markierten Sammelbeutel überführt. Durch die Markierung der Sammelbeutel ist gewährleistet, dass die Biomasseunterproben später mit dem entsprechenden Probenrahmen und den darin bestimmten Bedeckungsgraden verknüpft werden können. Die Proben werden an Bord aus den Sammelbeuteln in Gefrierbeutel übertragen. Die Gefrierbeutel sind eindeutig zu beschriften und mit einem entsprechend beschrifteten Innenzettel zu versehen. Die Proben sind gekühlt bis zur Bearbeitung aufzubewahren und müssen entweder innerhalb von 24 h im Labor bearbeitet oder bis zur späteren Bearbeitung eingefroren werden. Ist an einer Station der Makrophytenbestand kleiner als 10 % ist lediglich eine Sammelprobe zu entnehmen. Ist gar kein Makrophytenbestand vorhanden, ist dies entsprechend zu protokollieren. Bei der Videokartierung müssen die Aufnahmen erst ausgewertet werden, bevor die Tiefengrenzenberechnung erfolgen kann. Anhand der im Videobild eingeblendeten bzw. geloggten GPS- und Echolotdaten werden die Videobilder hinsichtlich der Bedeckung von Zostera marina, Fucus serratus und F. vesiculosus sowie bezüglich der Bedeckung von Weich- und Hartboden ausgewertet. Zur Abschätzung der Bedeckungen wird die Schätzskala für Dichtestufen verwendet, die auch für die Tauchkartierung benutzt wird. Das Video wird abgespielt. Die Start- und Endpositionen der einzelnen Videotransekte (bei Zick-Zack-Kurs die Wendepunkte) und die Positionen, an denen sich der Bedeckungsgrad von Zostera marina bzw. der Fucus -Arten ändert, sind ebenso wie die entsprechenden Tiefendaten dieser Positionen tabellarisch festzuhalten (Tab. 3). Tab. 3: Beispiel für die Auswertetabelle eines Videotransektes. Markiert sind die für die Bewertung relevanten Auswertespalten. Bei der Tauchkartierung liegt eine ähnliche Tabelle (ohne die genauen Positionen, Uhrzeiten und Entfernungen zwischen Erfassungspunkten) bereits direkt nach der Felduntersuchung vor, so dass die weiteren Schritte zwischen Video- und Tauchkartierung identisch sind. Die Bearbeitung der Biomasseproben ist ebenfalls nach den Angaben der Standardarbeitsanweisung durchzuführen. Die erforderlichen Gerätschaften und Materialien sind dort aufgeführt und beschrieben. Die Proben werden vorsichtig aufgetaut. Die Proben werden in eine mit Wasser gefüllte Wanne überführt und nach Taxa getrennt sortiert und bestimmt. Ein Vorsortieren der Probe kann mit bloßem Auge anhand makroskopisch erkennbarer Merkmale erfolgen. Je nach Art und Pflanzengröße erfolgt die Bestimmung ohne weitere Vergrößerungshilfsmittel, mit einer Vergrößerungslupe, mit dem Stereomikroskop oder mit dem Mikroskop. Die Bestimmung der Taxa soll mit der größtmöglichen taxonomischen Genauigkeit (in der Regel auf Artniveau) erfolgen. Für die korrekte Bezeichnung der Taxa ist die im Rahmen des BLMP abgestimmte Artenliste in ihrer jeweiligen aktuellen Fassung zugrunde zu legen. Die Taxa werden nach Arten getrennt auf Fließpapier aufgebracht um überschüssige Feuchtigkeit aufzunehmen (Abb. 3). Danach werden die einzelnen Taxa in Schalen geeigneter Größe überführt, deren Leergewicht (Tara) zuvor bestimmt wurde. Die Schalen mit den Pflanzenarten werden anschließend bei 60°C im Trockenschrank bis zur Gewichtskonstanz (im Minimum 24 h) getrocknet. Danach wird das Trockengewicht jeder Art bestimmt. Die Messung erfolgt in Gramm mit einer Nachkommastelle. Die verschiedenen Gewichtsmessungen (Gewicht der Schalen, Trockengewicht) werden in ein Protokoll eingetragen. Von den gemessenen Trockengewichtswerten muss das Gewicht der jeweiligen Schalen abgezogen werden, um die Netto-Trockengewichtswerte zu erhalten. Für Arten, deren Trockengewicht unterhalb dieser Nachweisgrenze liegt, wird standardmäßig der Wert 0,05 g (Hälfte der unteren Nachweisgrenze) zugewiesen, um zu gewährleisten, dass diese Arten bei weiteren Berechnungen nicht entfallen. Nach der Biomassebestimmung liegen Biomassewerte für einzelne Taxa aus jeweils 5 Parallelen vor. Diese Biomassewerte beziehen sich auf die jeweils beprobte Fläche. Anhand dieser Biomassewerte können die für die Bewertung relevanten Biomasseverhältnisse der Opportunisten bzw. von Furcellaria lumbricalis zur Gesamtbiomasse gebildet werden. Für Sammelproben erfolgt keine Biomasseanalyse, es ist ausschließlich die Taxazusammensetzung zu bestimmen. Abb. 4: Nach Arten aufgeteilte Biomasseprobe zum Abtropfen auf Fließpapier aufgebracht (links) und in die Wägeschalen überführt (rechts). Durch die häufig auftretenden gemischten Substratverhältnisse an der offenen, „äußeren“ deutschen Ostseeküste, müssen die Bedeckungswerte aus Video- oder Tauchkartierung auf die zur Verfügung stehende geeignete Substratfläche umgerechnet werden, für Zostera marina also auf die zur Verfügung stehende Weichbodenbedeckung und für Fucus spp. auf die zur Verfügung stehende Hartsubstratbedeckung. Da die Bedeckung durch Dichtestufen zugewiesen wird, werden Intervalle der Bedeckung abgedeckt (z. B. 10–25 % oder 75–100 %). Die Umrechnung kann unter diesen Umständen nur unter Verwendung der Klassenmitten der Wertebereiche erfolgen, auch wenn durch ungleich breite Intervalle so ein statistischer Fehler entsteht. Beispielberechnung: In der unten farbig markierten Zeile nimmt die Fucus serratus -Bedeckung den Bedeckungsrad 3 (Intervall 25-50 %) ein (Tab. 4). Die Hartsubstratbedeckung erhält an gleicher Stelle den Wert 4 (Intervall 50-75 %). Unter Verwendung der Klassenmitten dieser Intervalle und durch Anwendung eines Dreisatzes (Klassenmitte Bedeckung Fucus spp. 37,5% ÷ Klassenmitte Bedeckung Hartsubstrate 62,5 × 100) besitzt die Fucus -Bedeckung einen Wert von 60 % bezogen auf das zur Verfügung stehende Hartsubstrat. Tab. 4: Beispiel für die Berechnung der substratspezifischen Bedeckungswerte für die Tiefengrenzen. Markiert ist das im Text beschriebene Berechnungsbeispiel. Als bewertungsrelevant gilt die Tiefe der 10 %-Bedeckungsgrenze. Fällt die substratspezifische Bedeckung unter 10 % – sind also nur Einzelpflanzen vorhanden – gehen deren Tiefenwerte nicht in die Bewertung ein. In obiger Beispieltabelle ist der Tiefenwert von 4,1 m die bewertungsrelevante Tiefengrenze des Transektes, da dies die größte Tiefe ist, an dem die substratspezifische Bedeckung von Fucus spp. die 10 %-Grenze überschreitet. Bei fünf Transekten pro Wasserkörper liegen maximal fünf Tiefengrenzwerte aus den Video- bzw. Taucherhebungen vor. Die so ermittelten Tiefengrenzen sind mit den Pegelständen des jeweiligen Probenahmetages und der Uhrzeit zu korrigieren, bevor sie für die Bewertung herangezogen werden können. Die Rohdaten der Pegelstände sind unter https://www.pegelonline.wsv.de bis zu 30 Tage nach Erfassung kostenfrei abrufbar. Geprüfte Werte bzw. ältere Zeitreihen können bei der Bundesanstalt für Gewässerkunde (BfG) abgefragt werden. Für die Pegelkorrektur wählt man den zur Messstation nächstgelegenen Pegelort aus. Sollte an diesem zum erforderlichen Zeitpunkt keine Daten verfügbar sein, ist dies zu vermerken und als Pegelort der „über“nächstgelegene Standort auszuwählen. Der Pegelmesswert (PMW) des entsprechenden Probenahmetages und der Uhrzeit zu Beginn der Tiefengrenzenmessung wird erfasst und mit dem Pegelnullpunkt (PNP) des Pegelorts verrechnet, um die Wasserstandsdifferenz (WSD) zu erhalten: WSD = PNP + PMW (Genauigkeit: 0,1 m) Mit Hilfe dieser Wasserstandsdifferenz (WSD) können die pegelkorrigierten Tiefengrenzen (TG korr ) auf Basis der im Feld gemessenen Tiefengrenzen (TG gem ) berechnet werden: TG korr = TG mes - WSD (Genauigkeit: 0,1 m) Nach der Bestimmung der Bedeckungsgrade durch Taucher im Freiland liegen Prozentwerte für die Gesamtbedeckung der Vegetation, die Bedeckung verschiedener Taxa und/oder übergeordneter Gruppen vor. Darüber hinaus liegen Prozentwerte für einzelne Sedimentklassen vor. Diese Angaben liegen dabei für jede Station und für jeweils jeden der fünf Rahmen vor. Aus diesen Angaben wird die Anzahl der Taxa pro Rahmen Gesamttaxazahl berechnet, aber keine weiteren mathematischen oder parametrischen statistischen Auswertungen (z. B. Mittelwert, Standardabweichung), die im Bewertungssystem BALCOSIS keine Rolle spielen. Nach der Bestimmung der Biomasse im Labor liegen quantitative Trockengewichte in Gramm für jedes Taxon aus jedem der fünf Rahmen vor. Diese Werte beziehen sich auf die jeweils beprobte Grundfläche, die sowohl im jeweiligen Probenahme- als auch Biomasse-Protokoll angegeben ist. Aus diesen Angaben wird die Anzahl der Taxa pro Unterprobe Gesamttaxazahl berechnet, aber keine weiteren mathematischen oder parametrischen statistischen Auswertungen (z. B. Mittelwert, Standardabweichung), die im Bewertungssystem BALCOSIS keine Rolle spielen. Auch eine Hochrechnung der Biomasse auf einen Quadratmeter erfolgt nicht, da Biomasseanteile in BALCOSIS bewertungsrelevant sind.
Miesmuscheln von den beiden Nordsee-Probenahmeflächen Eckwarderhörne (Jadebusen) und südlich Lister Hafen/Königshafen (Sylt-Römö-Watt) sind deutlich stärker mit Quecksilber und Arsen belastet als Muscheln von der Ostsee-Probenahmefläche Darßer Ort. Die Cadmium-Gehalte sind dagegen in Ostsee-Muscheln höher. Blei findet sich in vergleichbareren Konzentrationen in Miesmuscheln von den Probenahmeflächen Darßer Ort und Eckwarderhörne, während Muscheln aus dem Sylt-Römö-Watt niedrigere Gehalte aufweisen. Seit Mitte der 1980er Jahre haben die Cadmium-, Quecksilber- und Arsen-Gehalte in Miesmuscheln aus dem Sylt-Römö-Watt zugenommen, während die Belastung im Jadebusen und an der Ostsee-Probenahmefläche nahezu unverändert ist. Gemessen an den für die Nordsee geltenden OSPAR Hintergrundkonzentrationen für Cadmium, Blei und Quecksilber sind Miesmuscheln beider Nordsee-Probenahmeflächen als belastet einzustufen. Entsprechende Hintergrundkonzentrationen für Muscheln aus der Ostsee liegen bisher nicht vor. Metallgehalte in Umweltproben sind das Ergebnis natürlicher Hintergrundbelastung und anthropogener Einträge und werden von den vorherrschenden abiotischen Umweltfaktoren beeinflusst. Gleiches gilt für das Nichtmetall Arsen. Cadmium, Quecksilber, Blei und Arsen gelangen hauptsächlich über anthropogene Aktivitäten in die Nord- und Ostsee. Wie unterschiedlich diese Einträge sind, lässt sich anhand der Belastungen von Miesmuscheln an den drei Umweltprobenbank-Standorten in Nord- und Ostsee erkennen. Die höchsten Cadmiumgehalte finden sich in Miesmuscheln von der Ostsee-Probenahmefläche Darßer Ort mit einem Mittelwert von 2,1 ± 0,5 µg/g Trockengewicht (TG), während Muscheln aus der Nordsee etwas geringere Konzentrationen aufweisen (Eckwarderhörne: 1,6 ± 0,3 µg/g TG bzw. südlich Lister Hafen/Königshafen 1,2 ± 0,2 µg/g TG, siehe dazu Abbildung 1). Seit Untersuchungsbeginn kann an der Ostsee-Probenahmefläche jedoch eine Abnahme der Belastung beobachtet werden. Demgegenüber steigen die Cadmiumgehalte in Miesmuscheln aus dem Sylt-Römö-Watt seit Mitte der 1980er Jahre deutlich an. Im Jadebusen ist kein eindeutiger Trend erkennbar. Die Bleibelastung ist im Jadebusen am höchsten. Die mittleren Bleigehalte in Miesmuscheln liegen hier bei 2,9 ± 0,5 µg/g Trockengewicht (Abbildung 2). Nur geringfügig niedrigere Bleigehalte finden sich in Miesmuscheln aus der Ostsee (Mittelwert 2,6 ± 0,4 µg/g TG). An beiden Probenahmeflächen nimmt die Belastung seit etwa 10 Jahren leicht ab. Wieder sind Miesmuscheln aus dem Sylt-Römö-Watt am geringsten belastet (1,6 ± 0,4 µg/g TG), wobei an dieser Probenahmefläche kein gerichteter Trend im Konzentrationsverlauf beobachtet werden kann. Unterschiede zwischen Nord- und Ostsee zeigen sich besonders deutlich in der Quecksilberbelastung von Miesmuscheln (Abbildung 3). Während Muscheln von der Ostsee-Probenahmefläche Darßer Ort mittlere Hg-Gehalte von 79,0 ± 14,6 ng/g Trockengewicht aufweisen und sich kein Trend im zeitlichen Konzentrationsverlauf zeigt, sind Miesmuscheln von beiden Nordseestandorten deutlich stärker belastet (256 ± 54 ng/g TG im Sylt-Römo-Watt und 305 ± 60 ng/g TG im Jadebusen). In Miesmuscheln aus dem Sylt-Römö-Watt haben die Konzentrationen seit Untersuchungsbeginn signifikant zugenommen, an der Probenahmefläche Eckwarderhörne kann dagegen eine leichte Abnahme beobachtet werden. Auch die Arsengehalte in Miesmuscheln unterscheiden sich merklich zwischen Nord- und Ostsee (Abbildung 4). Ostseemuscheln sind mit 7,1 ± 1,2 µg/g Trockengewicht relativ gering belastet und weisen keinen Trend im Konzentrationsverlauf auf. Deutlich höhere Arsengehalte finden sich dagegen in Miesmuscheln aus der Nordsee (16,1 ± 3,1 µg/g TG im Sylt-Römö-Watt und 13,4 ± 1,4 µg/g TG im Jadebusen). Wieder ist im Sylt-Römö-Watt ein signifikanter Anstieg der Belastung seit Mitte der 1980er Jahre zu beobachten, wohingegen an der Probenahmefläche Eckwarderhörne kein Trend erkennbar ist. Unterschiede zwischen den Umweltprobenbank-Standorten in der Nord- und Ostsee zeigen sich vor allem in der Belastung von Miesmuscheln mit Quecksilber und Arsen. Im gesamten Untersuchungszeitraum wiesen Muscheln beider Nordsee-Probenahmeflächen deutlich höhere Konzentrationen dieser beiden Elemente auf als Muscheln aus der Ostsee. Die Cadmiumbelastung ist dagegen meist in Ostseemuscheln höher, wobei der Unterschied zu Nordsee-Muscheln geringer ist als bei Quecksilber und Arsen. Nur an der Probenahmefläche südlich Lister Hafen/Königshafen in der Nordsee wurde eine signifikante Zunahme der Belastung von Miesmuscheln für Cadmium, Quecksilber und Arsen beobachtet, während an dem Nordsee-Standort Eckwarderhörne und in der Ostsee entweder abnehmende Belastungen oder keine zeitlichen Änderungen der Konzentrationen beobachtet wurden. Für die Nordsee liegen Referenzwerte der OSPAR-Kommission vor, die eine Bewertung der Schwermetallbelastung erlauben. Die von OSPAR vorgeschlagenen Hintergrundkonzentrationen für Miesmuscheln spiegeln dabei die natürlichen Metallgehalte wider. Miesmuscheln, die höhere Konzentrationen aufweisen, sind demnach als durch anthropogene Einträge belastet anzusehen. Die Hintergrundkonzentration für Cadmium in Miesmuscheln aus der Nordsee liegt bei 600 ng/g Trockengewicht (= 0,6 µg/g TG). Dieser Wert wird an beiden Nordsee-Probenahmeflächen überschritten: Seit Beginn der Untersuchungen liegen die Cadmiumgehalte in Miesmuscheln aus dem Sylt-Römö-Watt bei 0,9 - 1,7 µg/g TG und bei 1,1 - 2,4 µg/g TG in Muscheln aus Eckwarderhörne. Ein ähnliches Bild ergibt sich für Blei und Quecksilber. Die entsprechenden Hintergrundkonzentrationen von 800 ng/g TG (= 0,8 µg/g TG) für Blei und 90 ng/g TG für Quecksilber werden von Miesmuscheln an beiden Nordsee-Standorten überschritten (Bleigehalte in Miesmuscheln seit Untersuchungsbeginn: Sylt-Römo-Watt: 1,0 - 2,3 µg/g TG; Eckwarderhörne: 1,9 - 3,8 µg/g TG; Quecksilbergehalte in Miesmuscheln seit Untersuchungsbeginn: Sylt-Römo-Watt: 157 - 332 ng/g TG; Eckwarderhörne: 202 - 457 ng/g TG). Für Miesmuscheln aus der Ostsee liegen derzeit noch keine entsprechenden Referenzwerte vor, so dass eine vergleichbare Bewertung nicht möglich ist. Aktualisiert am: 11.01.2022
Die letzten zehn Jahre waren die wärmsten seit Beginn kontinuierlicher Wetteraufzeichnungen. Seit 2018 gab es bereits drei große sommerliche Dürren in Deutschland, z. T. mit Temperaturen um 40 Grad Celsius. Der Wasserspiegel von Flüssen erreichte Tiefststände; Moore, Kleingewässer und Bäche trockneten aus; Grünland wurde „Gelbland“; Fichtenforste starben großflächig ab; und selbst Buchenwälder erlitten Trockenschäden. Die Deutschlandkarte in den Wetterberichten färbte sich vielerorts tiefrot, massiv gesunkene Grundwasserspiegel oder die Gefahr von Waldbränden signalisierend. Der Klimawandel beeinflusst damit alle Ökosysteme jetzt schon massiv und ist nunmehr auch endgültig im Bewusstsein der Deutschen angekommen. Auch Schutzgebiete sind von diesen Wirkungen des Klimawandels betroffen. Dazu kommen andere großflächig wirkende menschliche Einflüsse und abiotische Faktoren wie flächendeckende hohe Stickstoffeinträge sowie Einträge von Pestiziden.
Rote Listen Sachsen-Anhalt Berichte des Landesamtes für Umweltschutz Sachsen-Anhalt 39 (2004) Rote Liste der Farn- und Blütenpflan- zengesellschaften des Landes Sachsen-Anhalt Bearbeitet von Rudolf SCHUBERT unter Mitarbeit von Dieter FRANK, Hagen HERDAM, Werner HILBIG, Horst JAGE, Gunter KARSTE, Hans-Ulrich KISON, Ste- fan KLOTZ, Jens PETERSON, Lutz REICHHOFF, Gerhard STÖCKER, Hugo WEINITSCHKE, Uwe WEGENER und Werner WESTHUS (2. Fassung, Stand: Februar 2004) Einführung In der Natur leben die Organismen nicht von- einander isoliert, sondern vergesellschaftet in Le- bensgemeinschaften. Die Formen des Zusammen- lebens sind äußerst mannigfaltig. Sie beeinflussen gemeinsam mit den abiotischen Umweltfaktoren des Klimas, Wassers und Bodens die Entwicklung und Zusammensetzung der Lebensgemeinschaf- ten ganz entscheidend (SCHUBERT 1991a). Den Pflanzengesellschaften kommt als Teil der Lebensgemeinschaften, der die Primärproduzen- ten umfasst, eine fundamentale Bedeutung zu. Alle Organismen werden von der Entwicklung und Zusammensetzung der Pflanzengemeinschaften determiniert. Da die Pflanzengesellschaften meist relativ ortsbeständig sind, dienen sie auch der Abgrenzung von Lebensräumen und sind Indika- toren für deren Veränderungen bei anthropoge- nen Eingriffen in den Naturhaushalt (SCHUBERT 1991b). Datengrundlagen Pflanzengesellschaften sind durch eine charak- teristische Artenkombination gekennzeichnet. Durch sie unterscheiden sie sich von den nächst- ähnlichen Gesellschaften. Die Einstufung der Ve- getation erfolgt entsprechend dem Vorkommen diagnostisch wichtiger Arten. Zu diesen gehören Charakterarten, die ausschließlich oder vorwie- gend in der betreffenden Gesellschaft vorkommen. Weiterhin gehören dazu hochstete und bestandes- bestimmende Arten, die mit hoher Artmächtigkeit und/oder hoher Stetigkeit in den Beständen einer Gesellschaft auftreten und schließlich die Diffe- rentialarten, die eine Gesellschaft von der nächst- ähnlichen unterscheiden. In den letzten Jahren ist die Diskussion um die Verbesserung der Abgren- zung und Systematisierung von Pflanzengesell- schaften vor allem durch die computergestützten Vergleichsmöglichkeiten, aber auch durch die Zunahme von Vegetationseinheiten, die keine Charakterarten mehr besitzen, erneut heftig ent- brannt (BERGMEIER et al. 1990, DIERSCHKE 1992, SCHUBERT 1995, RENNWALD 2000, DENGLER 2003). Bei der Einschätzung der Gefährdung muss sehr oft auf einen Vergleich mit der älteren Literatur Bezug genommen werden. In synsystematischen Übersichtsarbeiten aus Sachsen-Anhalt (SCHUBERT 2001, SCHUBERT et al. 1995, 2001) können über die Synonymik eventuell anderslautende Namen der Pflanzengesellschaften gefunden werden. Subassoziationen und geographische Rassen sind in der vorgelegten Liste nicht aufgeführt. Über die Ranghöhe, systematische Wertigkeit und Ein- ordnung einer Pflanzengemeinschaft kann erst dann objektiv entschieden werden, wenn die Ge- sellschaft monographisch in ihrem Gesamtareal bearbeitet wurde und ihre Stellung in übergeord- neten Syntaxa exakt bekannt ist. Bis dahin sind wohl subjektive Einschätzungen nicht zu vermei- den. Für Sachsen-Anhalt sind 460 Pflanzengesellschaf- ten nachgewiesen, die den Anspruch auf den Rang einer Assoziation, als Grundeinheit der pflanzensoziologischen Systematik, nach den oben genannten Kriterien erfüllen (S CHUBERT 2001). Gefährdungskategorien sowie Gefährdungsur- sachen und erforderliche Schutzmaßnahmen Pflanzengesellschaften stellen durch das Konkur- renzgefüge Artenkombinationen dar, die sehr fein und rasch auf Änderungen der Umweltfaktoren reagieren. Jede Veränderung hat zur Folge, dass die Arten, die besonders sensitiv darauf reagie- ren, in ihrer Entwicklung gehemmt oder gefördert werden. Das Konkurrenzgleichgewicht wird ver- lagert, die Artenzusammensetzung geändert. Anthropogene Veränderungen der naturgegebe- nen Standortsfaktoren äußern sich somit in einer Veränderung der Artenzusammensetzung einer Pflanzengesellschaft bis hin zu ihrem Verschwin- den an dem beeinflussten Standort. Da auf be- stimmte Standortfaktoren spezialisierte, damit ökologisch besonders aussagekräftige Arten (Charakterarten) meist sehr empfindlich reagie- ren, erscheinen Assoziationen mit beschränkte- rer ökologischer Amplitude stärker gefährdet. Meliorative Maßnahmen, Schädlingsbekämpfung, Bewirtschaftungsänderungen, Verkehrstrassen, Tourismus, Eutrophierung, Luft- und Wasserver- schmutzung, Bildung von industriellen und Sied- lungsballungsräumen sowie industrielle Produkti- onsweisen in der Land-, Forst- und Wasserwirt- schaft bringen eine Fülle von Standortsverände- rungen mit sich. Sie führen zum räumlichen Rück- gang vieler Pflanzengesellschaften und/oder zur qualitativen Veränderung ihrer charakteristischen Tab. 1: Übersicht zum Gefährdungsgrad der Pflanzengesellschaften Sachsen-Anhalts. Kat. 0 R 1 2 3 Definition Verschwundene oder verschollene Pflanzengesellschaften: Sie sind seit mindestens 10 Jahren nicht mehr nachgewiesen. Äußerst seltene Pflanzengesellschaften: Sie sind nur kleinflächig auf Extremstandorte beschränkt und dort von Natur aus nicht gefährdet. Sie würden aber durch unvorhergesehenen Flächenverlusten bei Zerstörung der Standorte plötzlich verschwinden. Vom Verschwinden bedrohte, in ihren Beständen akut gefährdete Pflanzengesellschaften: Diese Pflanzengesellschaften sind in Sachsen-Anhalt so stark zurückgegangen, dass sie nur noch in kleinflächigen Beständen vorkommen. Sie werden in absehbarer Zeit verschwinden, wenn die Gefährdung anhält und keine bestandserhaltenden Sicherungs- und Entwicklungsmaßnahmen erfolgen oder diese wegfallen. Stark gefährdete Pflanzengesellschaften: Sie sind stark und schnell zurückgegangen und oft auch qualitativ in ihrer Artenkombination verändert. Bestandssichernde Maßnahmen sind unbedingt erforderlich. Gefährdete Pflanzengesellschaften: Sie sind zwar deutlich, aber langsamer zurückgegangen und in ihrer qualitativen Artenzusammensetzung weniger stark beeinträchtigt. Bestandssichernde Maßnahmen sind empfehlenswert. Anzahl (absolut) Anteil an der Gesamtzahl (%) 0 5 1,0 Gefährdungskategorie R 1 2 3 15 44 76 115 3,3 9,6 16,5 25 Artenkombination. Auch das Eindringen floren- fremder Arten kann zu einer Gefährdung von ein- heimischen Pflanzengesellschaften führen. Eine eingehendere, detailliertere Erforschung der Ge- fährdungsursachen und ihre Wirkung auf die je- weiligen Bestandesstrukturen sollte Gegenstand weiterer Arbeiten sein. Neben den gut definierten Pflanzengesellschaf- ten gibt es auch stark veränderte, nicht durch Charakterarten ausgezeichnete Vegetationsein- heiten, die als Basalgesellschaften, Fragment- oder Rumpfgesellschaften, Derivatgesellschaften oder Zentralassoziationen bezeichnet werden. Diese Begriffe sind, da sie oft sehr willkürlich ge- braucht werden, in der vorliegenden Liste nicht verwendet worden. Vegetationseinheiten, die weit- gehend nur noch von Arten mit weiter ökologischer Amplitude aufgebaut werden, breiten sich in neu- erer Zeit immer mehr aus und sind Ausdruck der Uniformierung unserer heimischen Vegetation und der damit erfolgenden Bildung neuer Artenkom- binationen und deshalb auch neuer Assoziatio- nen. Auch florenfremde Arten bilden zunehmend neue Pflanzengesellschaften. In die vorliegende Rote Liste sind sich ausbrei- tende und noch nicht deutlich gefährdete Pflan- zengesellschaften nicht aufgenommen. Es er- schien uns aber notwendig, äußerst seltene Ge- sellschaften auf meist extremen Standorten, die zur Zeit nicht direkt gefährdet sind, mit aufzuneh- men. Sollte ein solcher Extremstandort massiv beeinflusst werden, würden diese extrem selte- nen Pflanzengesellschaften ja sofort ausgerottet werden (Kat. R). Die Hinweise auf die Notwendigkeit, unsere Auf- merksamkeit stärker auch auf die Gefährdung von Pflanzengemeinschaften zu richten, gehen schon auf die fünfziger Jahre des 20. Jahrhunderts zu- rück (TÜXEN 1955). Die massiven Eingriffe in die Natur der 70er und 80er Jahre brachten aber erst Rote Liste 255 55,4 Gesamt 460 Tab. 2: Definition der Gefähr- dungskategorien (Von einer Vor- warnliste wurde Abstand genom- men). die deutliche Hinwendung zu dieser Frage. Erste umfassendere Arbeiten zur Gefährdung von Pflan- zengesellschaften finden sich in beiden damali- gen deutschen Staaten (DIERßEN 1983, FUKAREK 1985 und KNAPP et al. 1985). Ihnen folgten Ende der 80er und ab der 90er Jahre eine größere An- zahl Roter Listen in den alten Bundesländern (BERGMEIER & NOWAK 1988 für Hessen, DIERßEN et al. 1988 für Schleswig-Holstein, PREISING et al. 1990, 1993, 1995 für Niedersachsen, SAUER & WEYRATH 1989 für das Saarland, VERBÜCHELN et al. 1995 für Nordrhein-Westfalen, WALENTOWSKI et al. 1990, 1991a,b, 1992 für Bayern). In den neuen Bundesländern entstanden Rote Listen im Rah- men der Naturschutzarbeit der einzelnen Länder (BERG et al. 2001 für Mecklenburg-Vorpommern, BÖHNERT et al. 2001 für Sachsen, SCHUBERT 2001 für Sachsen-Anhalt, WESTHUS et al. 1993 u. HEIN- RICH et al. 2002 für Thüringen). Durch die Bünde- lung der Aktivitäten der einzelnen Länder zu die- sem Problem gelang es schließlich, eine Rote Lis- te der gefährdeten Pflanzengesellschaften Deutschlands zu erarbeiten (RENNWALD 2000). Durch neue wissenschaftliche Erkenntnisse, Än- derungen in der land- und forstwirtschaftlichen Produktion und erneute Eingriffe in den Naturhaus- halt ergibt sich die Notwendigkeit, die Roten Lis- ten der gefährdeten Pflanzengesellschaften stän- dig zu aktualisieren. So war es auch bei der vor- liegenden Liste erforderlich, im Vergleich zum Stand vom 31.12.2000 (SCHUBERT 2001) einige Veränderungen vorzunehmen. Bei extrem unter- schiedlichen Meinungen zur systematischen Stel- lung einer Vegetationseinheit wurde dies ange- geben. Von den 460 in Sachsen-Anhalt nachgewiesenen Vegetationseinheiten sind 255 in die Rote Liste aufgenommen worden. Dies zeigt die gegenwär- tige dramatische Gefährdung unserer Pflanzen- gesellschaften sehr deutlich! Danksagung Abschließend sei allen Mitgliedern des Botanischen Vereins Sachsen-Anhalts, die durch ihre exakten floristischen und soziologischen Kenntnisse der Vegetation in Sachsen-Anhalt zum Erarbeiten der Roten Liste beigetragen haben und dem Landes- amt für Umweltschutz Sachsen-Anhalt für die ste- te Unterstützung der Arbeiten gedankt. Gesellschaft Wälder Betulo carpaticae-Piceetum STÖCKER 1967 Karpatenbirken-Fichten-Wald Hieracio schmidtii-Pinetum STÖCKER 1965 Habichtskraut-Kiefern-Wald Piceo-Alnetum glutinosae RUBN. 1954 Fichten-Schwarzerlen-Wald Seslerio-Fagetum MOOR 1952 em. TH. MÜLL. 1992 Blaugras-Rotbuchen-Wald Hottonio-Alnetum glutinosae HUECK 1929 Wasserfeder-Erlenbruch-Wald Leucobryo-Pinetum MATUSC. 1962 Weißmoos-Kiefern-Wald Aceri-Fagetum J. et M. BARTSCH 1940 Hochmontaner Bergahorn-Rotbuchen-Wald Bazzanio-Piceetum BR.-BL. et SISS. 1939 in BR.-BL. et al. 1939 Peitschenmoos-Fichten-Wald Betulo-Quercetum roboris R. TX. 1930 Birken-Stieleichen-Wald Carici elongatae-Alnetum SCHWICK. 1933 Walzenseggen-Erlenbruch-Wald Carpino-Ulmetum minoris PASS. 1953 em. SCHUB. 1995 Hainbuchen-Feldulmen-Wald Deschampsio-Fagetum SCHRÖDER 1938 em. SCHUB. 1995 Schlängelschmielen-Rotbuchen-Wald Potentillo albae-Quercetum petraeae LIBB. 1933 nom. inv. OBERD. 1957 em. TH. MÜLL. 1992 Fingerkraut-Traubeneichen-Wald Quercetum pubescenti-petraeae (IMSCH. 1926) HEINIS 1933 Elsbeeren-Flaumeichen-Wald Querco-Ulmetum minoris ISSLER 1924 Eichen-Ulmen-Hartholz-Auwald Sphagno-Alnetum glutinosae ALL. ex LEM. 1939 Torfmoos-Moorbirken-Erlenbruch-Wald Vaccinio uliginosi-Betuletum pubescentis LIBB. 1933 Rauschbeeren-Sumpfbirken-Wald Vaccinio uliginosi-Piceetum R. TX. 1955 Rauschbeeren-Fichten-Wald Vaccinio uliginosi-Pinetum sylvestris DE KLEIST 1929 em. MATUSC. 1962 Rauschbeeren-Kiefern-Wald Vaccinio vitis-idaeae-Quercetum OBERD. (1957) 1992 Preiselbeer-Eichen-Wald Aceri platanoidis-Tilietum cordatae FAB. 1936 Spitzahorn-Linden-Blockhaldenwald Adoxo-Aceretum pseudoplatani (ETTER 1947) PASS. 1959 Moschuskraut-Bergahorn-Wald Agrostio-Quercetum petraeae PASS. 1953 em SCHUB. 1995 Straußgras-Traubeneichen-Wald Calamagrostio villosae-Fagetum MIKYSKA 1972 Fichten-Rotbuchen-Wald Carici remotae-Fraxinetum W. KOCH 1926 ex FAB. 1937 Winkelseggen-Eschen-Wald Carici-Fagetum MOOR 1952 em. LOHM. 1953 Seggen-Rotbuchen-Wald Fraxino-Aceretum pseudoplatani (W. KOCH 1926) R. TX. 1937 em. TH. MÜLL. 1966 Eschen-Bergahorn-Schluchtwald Genisto tinctoriae-Quercetum KLIKA 1932 Färberginster-Eichen-Wald Holco mollis-Quercetum LEM. 1937 corr. et em. OBERD. 1992 Honiggras-Eichen-Wald Pruno-Fraxinetum OBERD. 1953 Traubenkirschen-Eschen-Wald Stellario holosteae-Carpinetum betuli OBERD. 1957 Sternmieren-Stieleichen-Hainbuchen-Wald Kat. R R R R 1 1 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 2 3 3 3 3 3 3 3 3 3 3 3 !
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